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Verbesserung der Ausbeute bei der Gelextraktion


Wie kann ich meine Ausbeute bei der Gelextraktion verbessern? Wir verwenden das Standardprotokoll von Qiagen, Gelextraktion, lösen in QG-Puffer bei 42C auf und reinigen über Anionenaustauschersäulen. Mit 500 ng erhalten wir jedoch letztendlich 100 ng für eine 20%ige Ausbeute. Ich war neugierig, was sonst noch zur Gelextraktion versucht wurde.

Wir geben auch IPA und NaOAc zu der gelösten Mischung vor der Säulenreinigung.


Als ich die Gelextraktion in meinen Händen optimierte, erwiesen sich zwei Faktoren als entscheidend für die Maximierung der Gelextraktionsausbeute:

Der pH-Wert der Elutionslösung. Früher habe ich das Endprodukt anfangs mit DEPC-behandeltem Wasser eluiert, aber die Ausbeute variierte stark, wenn sich der pH-Wert des Wassers änderte. Die Verwendung von Puffer EB ist besser, da er einen stabilen pH-Wert von 8 aufrechterhält.

Am wichtigsten, *die Elutionslösung so lange wie möglich mit der Säule inkubieren (und auch zweimal eluieren). * Ich inkubiere etwa 10 Minuten, was länger ist als empfohlen, aber es funktioniert viel besser.


Versuchen Sie, bei 50 ° C aufzulösen. Im Qiagen Gel-Extraktionskit heißt es, sich bei 50 ° C aufzulösen oder bis zur vollständigen Auflösung.

Auch die Größe des Gels ist wichtig. Stellen Sie sicher, dass es 1,5% oder weniger beträgt und die Größe des Gels weniger als 400 mg betragen muss.

Achten Sie auch auf den ersten Schritt. Wenn die Flüssigkeit nicht die Farbe des ersten QG-Puffers hat, liegt ein pH-Problem vor.


Eluieren Sie von der Säule mit Elution Buffer, der auf 50-60 Grad vorgewärmt wurde. Ich stecke meine für die Dauer der Extraktion in den Inkubator, damit sie warm ist, wenn ich zum Eluieren komme. Es scheint zu helfen, zu ertragen.


Techniken zur Extraktion und Isolierung von Naturstoffen: eine umfassende Übersicht

Naturheilmittel waren über Jahrtausende die einzige Möglichkeit zur Vorbeugung und Behandlung menschlicher Krankheiten. Naturstoffe sind wichtige Quellen für die Arzneimittelentwicklung. Die Mengen an bioaktiven Naturstoffen in Naturheilmitteln sind immer relativ gering. Heutzutage ist es sehr wichtig, effektive und selektive Methoden zur Extraktion und Isolierung dieser bioaktiven Naturstoffe zu entwickeln. Diese Arbeit soll einen umfassenden Überblick über eine Vielzahl von Methoden geben, die bei der Extraktion und Isolierung von Naturstoffen verwendet werden. In diesem Beitrag werden auch die Vor- und Nachteile sowie praktische Beispiele konventioneller und moderner Techniken der Naturstoffforschung vorgestellt.


Monarch® DNA-Gel-Extraktionskit

Reinigen Sie schnell und einfach DNA aus Agarosegelen mit hohen Ausbeuten.

  • Eluieren in nur 6 &mul
  • Verhindern Sie Pufferretention und Salzverschleppung mit optimiertem Säulendesign
  • Sparen Sie Zeit mit schnellen, benutzerfreundlichen Protokollen
  • Keine pH-Überwachung oder Zugabe von Isopropanol erforderlich
  • Puffer und Spalten separat erhältlich
  • Deutlich weniger Plastikverbrauch im Vergleich zu anderen Kits
  • Verantwortungsvoll beschaffte und recycelbare Verpackungen

Lesen Sie unsere Technical Note mit umfassenden Einblicken in die Messung und Analyse von Nukleinsäuren.

Das Monarch DNA Gel Extraction Kit reinigt schnell und zuverlässig bis zu 5 &mgr;g konzentrierte, hochwertige DNA aus Agarosegelen. Das Kit verwendet einen Binde-/Wasch-/Eluierungs-Workflow mit minimalen Inkubations- und Schleuderzeiten. Die Säulen gewährleisten keine Pufferretention und keine Verschleppung von Verunreinigungen und ermöglichen die Elution von Proben in Volumina von nur 6 &mgr; Die bereitgestellten Puffer wurden optimiert und erfordern keine Überwachung des pH-Werts. Im Gegensatz zu anderen Kits muss der geschmolzenen Agarose vor dem Laden auf die Säule kein Isopropanol hinzugefügt werden, wodurch Sie einen Schritt sparen. Eluierte DNA ist gebrauchsfertig für Restriktionsverdaus, DNA-Sequenzierung, Ligation und andere enzymatische Manipulationen. Monarch-Kits wurden im Hinblick auf Nachhaltigkeit entwickelt und verwenden deutlich weniger Plastik und verantwortungsbewusst beschaffte, recycelbare Verpackungen


Sehen Sie sich unsere Videos zu Protokollen, Tipps und dem Recycling von Monarch an.

  • Eluieren in nur 6 &mul
  • Verhindern Sie Pufferretention und Salzverschleppung mit optimiertem Säulendesign
  • Sparen Sie Zeit mit schnellen, benutzerfreundlichen Protokollen
  • Keine pH-Überwachung oder Zugabe von Isopropanol erforderlich
  • Puffer und Spalten separat erhältlich
  • Deutlich weniger Plastikverbrauch im Vergleich zu anderen Kits
  • Verantwortungsvoll beschaffte und recycelbare Verpackungen

Kit-Komponenten

Die folgenden Reagenzien werden mit diesem Produkt geliefert:

Monarch® DNA-Reinigungssäulen (5 &becher) T1034-2 25 1 x 50 Spalten Unzutreffend
Monarch Sammelröhrchen (2ml) T1018-2 25 1 x 50 Röhrchen Unzutreffend
Monarch® DNA-Waschpuffer T1032-2 25 1 x 5 ml Unzutreffend
Monarch® Gel-Auflösepuffer T1021-2 25 1 x 47 ml Unzutreffend
Monarch® DNA-Elutionspuffer T1016-21 25 1 x 3 ml Unzutreffend
Monarch® DNA-Reinigungssäulen (5 &becher) T1034-2 25 5 x 50 Spalten Unzutreffend
Monarch Sammelröhrchen (2ml) T1018-2 25 5 x 50 Röhrchen Unzutreffend
Monarch® DNA-Waschpuffer T1032-3 25 1 x 25 ml Unzutreffend
Monarch® Gel-Auflösepuffer T1021-3 25 1 x 235 ml Unzutreffend
Monarch® DNA-Elutionspuffer T1016-2 25 1 x 7 ml Unzutreffend

Merkmale

  • Eluieren in nur 6 &mul
  • Verhindern Sie Pufferretention und Salzverschleppung mit optimiertem Säulendesign
  • Sparen Sie Zeit mit schnellen, benutzerfreundlichen Protokollen
  • Keine pH-Überwachung oder Zugabe von Isopropanol erforderlich
  • Puffer und Spalten separat erhältlich
  • Deutlich weniger Plastikverbrauch im Vergleich zu anderen Kits
  • Verantwortungsvoll beschaffte und recycelbare Verpackungen

Begleitprodukte

Separat erhältliche Materialien

  1. Das Kit sollte bei Raumtemperatur gelagert werden. Pufferflaschen immer fest verschlossen halten und Säulen im beiliegenden Zip-Lock-Beutel verschlossen aufbewahren. Informationen zur Zusammensetzung der Puffer entnehmen Sie bitte den Sicherheitsdatenblättern. Es sollten angemessene Laborsicherheitspraktiken angewendet werden, einschließlich der Verwendung von Laborkitteln, Handschuhen und Augenschutz.
  1. Kann ich Monarch-Puffer und -Säulen separat kaufen?
  2. Kann ich Wasser verwenden, um die DNA zu eluieren, wenn ich die Monarch Kits verwende?
  3. Was ist das kleinste Volumen an Elutionspuffer, das mit der Monarch DNA Cleanup-Säule verwendet werden kann?
  4. Welche Faktoren beeinflussen mein (A260/A230)?
  5. Sind die Säulen im Monarch PCR & DNA Cleanup Kit (5 &mug) die gleichen wie im Monarch DNA Gel Extraction Kit?
  6. Wie ist die Zusammensetzung der einzelnen Puffer, die mit dem Monarch DNA Gel Extraction Kit geliefert werden?
  7. Wie hoch ist die maximale Bindungskapazität der Monarch DNA Cleanup-Säule, die im Monarch DNA Gel Extraction Kit enthalten ist?
  8. Kann ich ein Fragment aus einem Gel herausschneiden und für eine spätere Reinigung aufbewahren?
  9. Welche DNA-Größe kann mit den Monarch DNA Cleanup Columns gereinigt werden?
  10. Welche Arten von Agarosegelen sind mit dem Monarch DNA Gel Extraction Kit kompatibel?
  11. Nach der Reinigung sehe ich eine schwache zusätzliche Bande, die unterhalb der erwarteten Größe auf einem Gel verläuft. Was ist passiert?
  12. Sind Monarch-Spin-Säulen mit Vakuumverteilern kompatibel?
  • Reagenzien falsch hinzugefügt. Überprüfen Sie das Protokoll, um die korrekte Pufferrekonstitution, die Reihenfolge der Zugabe von Puffern und die ordnungsgemäße Handhabung des Säulendurchflusses und der Eluenten sicherzustellen.
  • Gelscheibe nicht vollständig aufgelöst. Kleine Agaroseklumpen können die Säule verstopfen oder die DNA-Bindung beeinträchtigen. Stellen Sie sicher, dass die Gelscheibe im Monarch Gel Dissolving Buffer für die angegebene Zeit und innerhalb des richtigen Temperaturbereichs inkubiert wird. Mischen Sie die Probe und überprüfen Sie sie regelmäßig, um die Auflösung der Agarose zu überwachen.
  • Gel löste sich über 60°C auf. Die DNA kann denaturiert werden, wenn sie bei höheren Temperaturen als dem angegebenen Bereich von 37 und 55 °C inkubiert wird.
  • Unvollständige Elution während der Vorbereitung. Stellen Sie sicher, dass der DNA-Elutionspuffer direkt in die Mitte der Säule geliefert wird, damit die Matrix vollständig bedeckt ist und die Elution effizient ist. Größere Elutionsvolumina und längere Inkubationszeiten können die DNA-Ausbeute von der Säule auf Kosten der Verdünnung der Probe und verlängerter Verarbeitungszeiten erhöhen. Für typische Fragmente unter 10 kb sollten die empfohlenen Elutionsvolumina und Inkubationszeiten ausreichend sein, es sei denn, die maximale Ausbeute ist erwünscht. Bei der Reinigung größerer Fragmente kann das Erhitzen des DNA-Elutionspuffers auf 50°C vor dem Eluieren und das Verlängern der Inkubationszeit nach der Pufferzugabe auf 5 Minuten die Ausbeute verbessern. Außerdem können mehrere Elutionsrunden verwendet werden, um die eluierte DNA-Menge auf Kosten der Verdünnung der Probe zu erhöhen.
  • Gelscheibe nicht vollständig aufgelöst. Ungelöste Agarose kann Salze in die eluierte DNA auslaugen. Achten Sie darauf, die Gelscheibe und die Monarch Gel Dissolving Buffer-Mischung für die angegebene Zeit und Temperatur zu inkubieren. Mischen Sie die Probe und überprüfen Sie sie regelmäßig, um die Auflösung der Agarose zu überwachen.
  • Ethanol wurde verschleppt. Stellen Sie sicher, dass die letzte Waschschleuderzeit 1 Minute beträgt, um sicherzustellen, dass der Waschpuffer vollständig von der Säule entfernt wird, und seien Sie vorsichtig, wenn Sie die Säule für den Elutionsschritt in ein neues Röhrchen überführen, um sicherzustellen, dass die Säulenspitze den Säulendurchfluss nicht berührt.
  • Spurenmengen von Salzen, die niedrige OD260/230-Verhältnisse erzeugen, können auch während des Elutionsschritts verschleppt werden. Seien Sie vorsichtig, wenn Sie die Säule für den Elutionsschritt in ein neues Röhrchen überführen, um sicherzustellen, dass die Säulenspitze den Säulendurchfluss nicht berührt.
  • Leitfaden zur Fehlerbehebung für DNA-Reinigung und Plasmidaufreinigung
Protokoll des Monarch DNA Gel Extraction Kits
Erfahren Sie, wie Sie mit dem Monarch DNA Gel Extraction Kit DNA aus Agarosegelen extrahieren. Tipps zur Verwendung des Monarch DNA Gel Extraction Kit
Optimieren Sie Ihre DNA-Gelextraktionen mit unseren schnellen Tipps zur Verwendung des Monarch DNA-Gelextraktionskits.

TAE vs. TBE-Puffer - (11.09.2012 )

Was ist der Unterschied zwischen der Verwendung von TAE- oder TBE-Puffer für die Elektrophorese?

Und was ist der Unterschied zwischen der Verwendung von 1X TAE und 5X TAE im Vergleich zu 1X TBE und 5X TBE Puffer?

Ich verwende meinen TAE-Puffer (1X) für normale, kürzere Elektrophoreseläufe (PCR-Produkte, Plasmidverdau usw.) und dann TBE bei 0,5X für RFLPs, die ich über Nacht oder länger laufen lassen muss (wird nicht so heiß wie 1x TAE) .

Ich habe nie wirklich hinterfragt, warum, in meinem Labor wird das einfach so gemacht.

Bei den 5X-Lösungen handelt es sich um Stammlösungen, die Sie vor der Verwendung verdünnen müssen.

Verwenden Sie keinen FSME-Puffer für die Elektrophorese?

TAE ist Tris-Acetat-EDTA, TBE ist Tris-Borat-EDTA, sie und viele andere Puffer können für die Elektrophorese verwendet werden.

Wie Leelee sagte, verursacht FSME weniger Erwärmung, da Borationen eine bessere Mobilität als Acetat haben. Das Problem bei der Verwendung von Borat besteht darin, dass wenn Sie Ihre Bande aus dem Gel herausschneiden und reinigen möchten, die Borationen Komplexe mit der DNA bilden und die Ausbeute viel geringer ist. Daher verwenden die Leute TAE. Zu diesem Thema gab es vor einiger Zeit ein Papier mit dem Titel "Nicht der Puffer Ihres Vaters" und es hieß, dass Li-Borat oder Na-Borat am besten sind und meiner Erfahrung nach kann man die Dinge mit einem anderen Puffer wirklich beschleunigen.

Vielen Dank, Jungs.
@Biomiha - Nicht der Puffer deines Vaters - schöner Artikel. Vielleicht werde ich versuchen, Na-Borat-Puffer anstelle von TBE und TAE zu verwenden

Ich bin total für den SB-Puffer (bessere Auflösung) Tris-basierte Puffer sind so passe

Um die Dinge oben zu ergänzen: Sie können beide für die Agarose-Elektrophorese verwenden, aber als ich die Acrylamid-Elektrophorese kurzer DNA-Fragmente durchführte, habe ich FSME verwendet. Im Fall von Harnstoff-denaturierenden Gelen empfehlen einige Leute, wenn der Harnstoff nicht ausreicht, um ssDNA zu erhalten, alles (und auch das Gel vorzubereiten) in 2X FSME, um die Erwärmung und damit das Schmelzen zu erhöhen.

Es gab diese Routine, um 1x TAE-Gel für ausgeschnittene Fragmente und 0,5x TBE für alle anderen Elfen zu verwenden, aber ich habe diese Tradition einfach zerschlagen, weil ich keinen Unterschied in den Ausbeuten zwischen den Puffern (mit dem Qiagen MinElute-Kit) und TAE gesehen habe ein schlechterer Puffer. Auch nicht ganz unwichtig ist, dass TAEs für jeden Lauf aus 10x-Lösung zubereitet werden mussten, im Gegensatz zu den 0,5 TBE, die wir in großen Tanks gebrauchsfertig haben

Ich werde immer neugieriger auf den SB-Puffer, Sie alle erwähnten bessere Auflösungen, mögliche höhere Betriebsspannungen und so weiter, aber ich bin auch besorgt über die Isolierung von solchen Gelen, Ausbeuten, Salzgehalt (unser Hauptziel ist die Sequenzierung) Stabilität von DNA und so weiter. Und hat es überhaupt irgendwelche Nachteile?

@Trof - Ich verwende SB für die Gelextraktion und das anschließende Klonen und habe mit dem Axygen-Gelextraktionskit gute Ausbeuten erzielt. Ich tendierte dazu, bei der Verwendung von TBE schlechtere Ausbeuten zu erzielen, aber das könnte daran liegen, dass das Gel mit geringeren Mengen beladen wurde oder ein anderes Extraktionskit verwendet wurde.

Die DNA scheint ziemlich stabil zu sein, aber ich habe die wahre Integrität nicht anhand von Massenspezifikationen oder der Suche nach Vernetzung oder irgendetwas anderem bewertet.

Bisher habe ich die Foren durchsucht und diese Liste der SB-Puffer-Funktionen erstellt:

Vorteile:
- geringere Leitfähigkeit, weniger Erwärmung, höhere Spannung/Geschwindigkeit möglich
- bessere Auflösung (unter 3 Kb)
- Preis (wie ich verstehe)

Nachteile:
- geringere Pufferkapazität, leicht entleerbar, Wiederverwendung nicht möglich
- Probleme bei hohen Probensalzkonzentrationen (mögliche Probleme beim Laufen von Restriktionsfragmenten?)
- nicht geeignet über 3 kB

nicht sicher:
Ausbeute der Gelextraktion (besonders interessant im Vergleich zu 0,5x TBE und Qiagen Kits)

Auch habe ich mehr Versionen von Protokollen gefunden.
Borsäure + NaOH pH 8,2
Borsäure + NaOH pH 8,5
Natriumtetraborat + Borsäure

Ich habe mich entschieden, umfangreiche Tests durchzuführen (Schärfe, Auflösung einschließlich sehr kleiner Banden, Wiederverwendbarkeit, Gelextraktionsausbeute). Es wäre besser für einen Studenten, aber ich habe jetzt keinen, aber es scheint ein neuer Kollege zu sein ist noch unbesetzt, also frage ich, ob sie interessiert ist.
Unser primäres Ziel wird es sein, die Ausbeute und Reinheit der Gelextraktion zu testen, da mir ansonsten keine ernsthaften Lösungsprobleme mit Ihrer FSME bekannt sind (naja, ich habe noch nichts von SB gesehen, vielleicht ändere ich meine Meinung) außer <100 bp-Fragmente natürlich, und das Laufen mit höherer Spannung ist für uns nicht wirklich wichtig.


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Abschluss

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass das Protokoll einfach und zuverlässig ist, kein Mahlen, Zentrifugieren oder die Verwendung gefährlicher Chemikalien erforderlich ist. Eine große Anzahl von Proben kann gleichzeitig verarbeitet werden, und eine vollständige Automatisierung des Protokolls ist mit bestehenden Workstations möglich. Viele verschiedene Arten wurden erfolgreich getestet. Das Verfahren kann durch Modifikation des Verdaupuffers, der Menge des während des Verdaus zugesetzten Enzymcocktails oder der Verdauzeit an jede Spezies angepasst werden.

Die Methode ist perfekt an Situationen angepasst, in denen eine Hochdurchsatzisolierung von PCR-bereiter genomischer DNA erforderlich ist. Darüber hinaus konnten aufgrund der zuverlässig erhaltenen DNA mit hoher Ausbeute und hohem Molekulargewicht empfindliche PCR-basierte Techniken angewendet werden: AFLP (Amplified Fragment Length Polymorphism), RAPD (Random Amplified Polymorphic DNA), SSR (Simple Sequence Repeat Polymorphism).


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DNA quantitation and purity

DNA yield and purity were determined by using Nanodrop 2000 (Thermo Scientific, Waltham, U.S.A.), a UV spectrophotometry method, at 260 nm absorption value and absorbance ratios at 260/280 nm respectively.

Primers design and qualitative PCR

Routine PCR was carried out to screen cp4epsps gene and intrinsic lectin gene of soybean. Primer pairs, Lectin-F/R 1, and Epsps-F/R 1, were used by previous studies [5,17]. Other primers were designed using software Primer Premier 5 and Oligo 7 based on genomic sequences of the lectin gene (GenBank accession: K00821) und Glycin max transgen cp4epsps gene for EPSPS class 2 precursor (GenBank accession: AB209952). All primers were synthesized by Sangon Biotech (Shanghai, China). Sequences of primers and amplification conditions were detailed in Table 3. The conventional PCRs were performed in 25 μl total reaction volume containing 1× Premix Taq™ (TaKaRa Bio Co., Beijing, China), 0.12 μM of each primer, and 80 ng template DNA. Amplifications were carried out in TECHNE TC-412 Thermal cycler (Staffordshire, U.K.) using 5 min denaturation at 95°C initially, then 35 cycles of 30 s at 94°C, 30 s at a specific annealing temperature (Table 3), certain extension time (Table 3) at 72°C, followed by a final extension of 10 min at 72°C.

Target . Primer . Sequence (5′–3′) . Amplicon size (bp) . Annealing temperature (°C) . Extension time (s) . References .
lectinLectin-F1 GCC CTC TAC TCC ACC CCC ATC C 118 58 20 [17]
Lectin-R1 GCC CAT CTG CAA GCC TTT TTG TG
Lectin-F2 TGC CGA AGC AAC CAA ACA TGA TCC T 438 56 40 This work
Lectin-R2 TGA TGG ATC TGA TAG AAT TGA CGT T
Lectin-F3 GGC AAA CTC AGC GGA AAC TGT 772 55 60 This work
Lectin-R3 TTA GAT GGC CTC ATG CAA CAC
Lectin-F4 ACC CTT GTT AGT CAA ACC ACA 1067 55 75 This work
Lectin-R4 AAC CCT ATC CTC ACC CAC TCG
cp4epspsEpsps-F1 ATC CCA CTA TCC TTC GCA AGA 169 53 20 [5]
Epsps-R1 TGG GGT TTA TGG AAA TTG GAA
Epsps-F2 CCT TCA TGT TCG GCG GTC TCG 498 62 40 This work
Epsps-R2 GCG TCA TGA TCG GCT CGA TG
Epsps-F3 TTC ATC GGC GAC GCC TCG CTC ACA 700 64 60 This work
Epsps-R3 CGC GGA GTT CTT CCA GAC CGT TCA T
Epsps-F4 CGC CCG CAA ATC CTC TGG CCT TTC 1099 64 75 This work
Epsps-R4 CGT CTC GCC CTC ATC GCA ATC CAC
Target . Primer . Sequence (5′–3′) . Amplicon size (bp) . Annealing temperature (°C) . Extension time (s) . References .
lectinLectin-F1 GCC CTC TAC TCC ACC CCC ATC C 118 58 20 [17]
Lectin-R1 GCC CAT CTG CAA GCC TTT TTG TG
Lectin-F2 TGC CGA AGC AAC CAA ACA TGA TCC T 438 56 40 This work
Lectin-R2 TGA TGG ATC TGA TAG AAT TGA CGT T
Lectin-F3 GGC AAA CTC AGC GGA AAC TGT 772 55 60 This work
Lectin-R3 TTA GAT GGC CTC ATG CAA CAC
Lectin-F4 ACC CTT GTT AGT CAA ACC ACA 1067 55 75 This work
Lectin-R4 AAC CCT ATC CTC ACC CAC TCG
cp4epspsEpsps-F1 ATC CCA CTA TCC TTC GCA AGA 169 53 20 [5]
Epsps-R1 TGG GGT TTA TGG AAA TTG GAA
Epsps-F2 CCT TCA TGT TCG GCG GTC TCG 498 62 40 This work
Epsps-R2 GCG TCA TGA TCG GCT CGA TG
Epsps-F3 TTC ATC GGC GAC GCC TCG CTC ACA 700 64 60 This work
Epsps-R3 CGC GGA GTT CTT CCA GAC CGT TCA T
Epsps-F4 CGC CCG CAA ATC CTC TGG CCT TTC 1099 64 75 This work
Epsps-R4 CGT CTC GCC CTC ATC GCA ATC CAC

Agarose gel electrophoresis

The quality of DNA was studied by electrophoresis in a 1% agarose gel (Sangon Biotech, Shanghai, China) containing 4S Green Plus Nucleic Acid Stain (Sangon Biotech, Shanghai, China) in 1× TAE buffer. The amplification products were separated by 2% agarose gel. The agarose gel image was visualized and recorded using a UV Bio-Rad Gel Doc 2000 image detector (Bio-Rad, Hercules, U.S.A.) installing analysis software Quantity one.

Suitability test of the optimized DNA extraction method

SDS method 4 (the optimized method) was conducted to extract gDNA from Zhoudou22, Zheng196, Zhonghuang13, RRS1 and RRS2 to confirm the suitability of the optimized method.

Sensitivity of the optimized DNA extraction method

SDS method 4 (the optimized method) was applied to a range of RRS1 (100, 50, 10, 5, 1, and 0.5 mg) to extract DNA to evaluate the minimum RRS1 quantity used for DNA extraction and conventional PCR examination.

Datenanalyse

Each sample was tested in triplicate. One-way ANOVA analysis was conducted using SPSS software version 21.0 (IBM Analytics, Armonk, U.S.A.) to test the significance of differences amongst DNA yields.


Danksagung

This work was supported by the University of Queensland and a postgraduate scholarship from the Queensland Alliance for Agriculture and Food Innovation. The authors would like to thank David Lee of the University of the Sunshine Coast and the Queensland Department of Agriculture, Fisheries and Forestry (QDAFF) for providing the Corymbia leaf material for extraction providing helpful comments for the manuscript, and Jason Lupoi of the Joint BioEnergy Institute for his comments. We thank Prof. Darren Crayn of Australian Tropical Herbarium for supplying the C. brassii leaves, Myrna Constantin for endonuclease digestions, and Joint Genome Institute and Australian Genome Research Facility for library preparation and sequencing of samples.


Schau das Video: Agarose gel electrophoresis (Januar 2022).