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Wie bestimmt die RNA-Transkription, welche Hälfte der DNA verwendet wird?


Ich habe das Gefühl, dass ich hier ein komplettes Missverständnis habe. Wenn DNA zwei Stränge hat, wie bestimmt dann die Maschinerie der RNA-Transkription, welcher zu transkribieren ist?


Ich werde es kurz und einfach halten. Die Transkriptionsrichtung (die bestimmt, welcher Strang als Matrize verwendet wird) wird durch den Promotor kontrolliert, der eine Region spezifischer DNA-Motive am 5'-Ende eines Gens ist. Die RNA-Polymerase bindet an den Promotor, der sie auf den richtigen Strang und in die richtige Richtung ausrichtet, woraufhin sie das Gen transkribieren kann.

Diese tolle kleine Animation stammt von dieser Website.


Hinzufügen zu kanadischer's Antwort, finden sich in den meisten eukaryotischen Zellen tatsächlich Gene auf beiden Strängen der DNA, in dem Sinne, dass die Sense- und Antisense-Stränge nicht immer der gleiche Strang sind. Die Richtung wird daher vollständig vom Promoter bestimmt. Darüber hinaus gibt es bidirektionale Promotoren.


Kurze RNA-Halbwertszeiten im langsam wachsenden marinen Cyanobakterium Prochlorococcus

Der RNA-Turnover spielt eine wichtige Rolle bei der Genregulation von Mikroorganismen und beeinflusst deren Geschwindigkeit der Akklimatisierung an Umweltveränderungen. Wir untersuchten die Gesamtgenom-RNA-Stabilität von Prochlorococcus, ein relativ langsam wachsendes marines Cyanobakterium, das sich etwa einmal täglich verdoppelt und in den Ozeanen extrem häufig vorkommt.

Ergebnisse

Mit einer Kombination aus Microarrays, quantitativer RT-PCR und einer neuen Anpassungsmethode zur Bestimmung der RNA-Zerfallsraten fanden wir eine mediane Halbwertszeit von 2,4 Minuten und eine mediane Zerfallsrate von 2,6 Minuten für exprimierte Gene – doppelt so schnell wie für alle anderen berichtet Organismus. Die kürzeste Transkript-Halbwertszeit (33 Sekunden) galt für ein Gen mit unbekannter Funktion, während einige der längsten (ungefähr 18 Minuten) für Gene mit hohen Transkriptwerten galten. Gene, die in Operons organisiert sind, zeigten faszinierende mRNA-Zerfallsmuster, wie erhöhte Stabilität und verzögertes Einsetzen des Zerfalls mit größerer Entfernung von der Transkriptionsstartstelle. Das gleiche Phänomen wurde bei einer Einzelsondenauflösung für Gene größer als 2 kb beobachtet.

Schlussfolgerungen

Wir nehmen an, dass der schnelle Umsatz im Verhältnis zur langsamen Generationszeit in Prochlorococcus könnte eine schnelle Reaktion auf Umweltveränderungen durch schnelles Recycling von Nukleotiden ermöglichen, was in nährstoffarmen Ozeanen von Vorteil sein könnte. Unser wachsendes Verständnis der RNA-Halbwertszeiten wird uns helfen, die wachsende Zahl an metatranskriptomischen Studien von Wildpopulationen von . zu interpretieren Prochlorococcus. Die hier berichteten überraschend komplexen Zerfallsmuster großer Transkripte und die zu ihrer Beschreibung entwickelte Methode werden neue Wege für die Untersuchung und das Verständnis des RNA-Zerfalls für alle Organismen eröffnen.


Innerhalb individueller Variation

Katherine E. Willmore, Benedikt Hallgrímsson, in Variation, 2005

2 Ursachen auf der Ebene der RNA- und Proteinproduktion

Die RNA-Transkription und -Translation weisen eine Fehlerrate auf, die um drei Größenordnungen höher ist als die der DNA-Replikation und ist daher eine bedeutende Quelle für zelleigenes Entwicklungsrauschen ( Alberts et al., 1998 ).

Zusätzlich zu den Fehlern, die während des Prozesses auftreten können, ist die Transkription ein inhärent stochastischer Prozess, der zu unterschiedlichen Produktmengen in variablen Zeitintervallen führt (McAdams und Arkin, 1999). Neuere Forschungen deuten darauf hin, dass die Transkription in Eukaryoten durch einen binären „Ein“- bzw. „Aus“-Umschaltmechanismus reguliert wird, basierend auf der Wahrscheinlichkeit (McAdams und Arkin, 1999 Fiering et al., 2000 Blake et al., 2003 Klingenberg 2004a ). Fiering und Kollegen (2000) fanden Beweise für diese binäre Regulation in einer Studie über die Wirkung von Enhancern auf die Transkription. Sie fanden heraus, dass die Genexpression in Muskelfasern stochastisch war, dass ein Gen innerhalb eines bestimmten Zellkerns entweder ein- oder ausgeschaltet war und dass Gen-Enhancer die Wahrscheinlichkeit erhöhen, dass ein Gen aktiviert wird. Ein Ergebnis dieser binären Regulation ist, dass die Transkription in Aktivitätsausbrüchen mit Inaktivitätsintervallen von zufälliger Dauer erfolgt (Klingenberg, 2004a). Die Transkriptionsprodukte sowie die Proteine ​​aus ihrer anschließenden Translation werden ebenfalls in sporadischen Ausbrüchen produziert, wodurch die Auswirkungen des während der Transkription erzeugten Rauschens verstärkt werden ( McAdams und Arkin, 1999 Swain et al., 2002 Blake et al., 2003 Klingenberg, 2004a ). Die Produktion von Proteinen auf diese sporadische Weise in zufälligen Zeitintervallen führt zu jeder Zeit zu variablen Mengen an Proteinprodukt in der Zelle (McAdams und Arkin, 1997, 1999). Die stochastische Proteinproduktion kann zu großen Unterschieden in nachfolgenden regulatorischen Kaskaden über eine Zellpopulation führen und ist eine weitere potentielle Quelle von Entwicklungslärm (McAdams und Arkin, 1997).

Modelle, die auf stochastischer Transkription und Translation basieren, sagen voraus, dass das Entwicklungsrauschen mit abnehmender Transkriptmenge zunimmt ( Elowitz et al., 2002). Daher sind langsamere Transkriptionsraten ( Alberts et al., 1998 Blake et al., 2003), längere Zeiträume zwischen Transkriptionsaktivität und kürzere Halbwertszeiten von Produkten (Klingenberg, 2004a) führen möglicherweise zu erhöhtem Rauschen. Darüber hinaus kann auch eine verringerte Anzahl von Produkten außerhalb der Transkription, die an ihrer Regulation beteiligt sind, das Entwicklungsrauschen erhöhen. Zu diesen extrinsischen Faktoren gehören die Anzahl der RNA-Polymerasen, Ribosomen und Proteine ​​( Swain et al., 2002 ).

Das endoplasmatische Retikulum (ER) ist das Tor für Proteine ​​zum sekretorischen Weg ( Fewell et al., 2001 Sitia und Braakman, 2003). Das ER bietet eine besonders günstige Umgebung für die Faltung und Reifung von Proteinen und dient oft als letzte Überprüfung der Treue von Proteinen vor ihrem Eintritt in den sekretorischen Weg ( Fewell et al., 2001 Ellgaard und Helenius, 2003 Sitia und Braakman, 2003). Die Qualitätskontrolle im ER ist besonders wichtig, da den endgültigen Orten sezernierter Proteine ​​oft Chaperone oder andere Faltungsfaktoren fehlen, die ihre Konfiguration fixieren könnten, wenn sie beschädigt werden (Ellgaard und Helenius, 2003). Die vom ER sezernierten Proteine ​​sind an einer Vielzahl wichtiger Prozesse beteiligt, wie der Nährstoffspeicherung, Genregulation und einigen extrazellulären Trägerfunktionen für Liganden (Ellgaard und Helenius, 2003). Die funktionelle Bedeutung von Proteinen, die im ER produziert werden, gepaart mit ihren möglicherweise weitreichenden Effekten als Ergebnis des Eintritts in den sekretorischen Weg, würde eine Kaskade von nachgeschalteten Störungen ermöglichen, wenn die Stabilität dieser Proteine ​​​​gestört würde. Es gibt mehrere Mechanismen, um die Genauigkeit der im ER produzierten Proteine ​​sicherzustellen (siehe den folgenden Text unter Mechanismen). Proteine, die sich den Qualitätskontrollmechanismen des ER irgendwie entzogen haben, haben jedoch ein großes Potenzial, mehrere und potenziell schwerwiegende Störungen nachgeschaltet zu verursachen. Eine mögliche Ursache für die Freisetzung beschädigter oder nicht funktionsfähiger Proteine ​​aus dem ER ergibt sich aus der primären Methode der Qualitätskontrolle. Das ER berücksichtigt nicht die Funktionalität von Proteinen. Vielmehr beruht die Qualitätskontrolle auf der korrekten Konformation von Proteinen, vorausgesetzt, dass Proteine, die richtig gefaltet sind, funktionsfähig sind, was möglicherweise zur Sekretion von nicht funktionalen, aber richtig gefalteten Proteinen führt (Ellgaard und Helenius, 2003).

Das Vorhandensein von Disulfidbrücken ist charakteristisch für sekretorische Proteine, und das ER bietet eine einzigartige Umgebung, die die Bildung von Disulfidbrücken unterstützt ( Fewell et al., 2001). Unter normalen Umständen sind Disulfidbrücken von Vorteil, und es gibt mehrere Faktoren innerhalb des ER, um ihre Bildung sicherzustellen. Die an der Bildung von Disulfidbrücken beteiligten Prozesse sind jedoch im Vergleich zu anderen Faltungsprozessen ziemlich langsam und können daher die Produktion und die anschließende Sekretion von Proteinen verlangsamen ( Fewell et al., 2001). Bei einer Unterbrechung der Bildung von Disulfidbindungen im ER könnten zeitkritische Downstream-Prozesse aufgrund einer reduzierten Anzahl sekretorischer Proteine ​​gestoppt oder verlangsamt werden.

Proteine ​​regulieren die weitere Produktion anderer Proteine ​​und modulieren die Expression von Genen. Daher kann jede Stochastik auf der Ebene der RNA- und Proteinproduktion kaskadierende Konsequenzen im gesamten Entwicklungssystem haben.


In der DNA erfolgt die Regulation der Genexpression normalerweise auf der Ebene der RNA-Biosynthese (Transkription) und wird durch die sequenzspezifische Bindung von Proteinen (Transkriptionsfaktoren) erreicht, die die Transkription aktivieren oder hemmen. Transkriptionsfaktoren können als Aktivatoren, Repressoren oder beides wirken. Repressoren wirken oft, indem sie verhindern, dass die RNA-Polymerase einen produktiven Komplex mit der Transkriptionsinitiationsregion (Promotor) bildet, während Aktivatoren die Bildung eines produktiven Komplexes erleichtern. Darüber hinaus wurde gezeigt, dass DNA-Motive epigenomische Modifikationen vorhersagen, was darauf hindeutet, dass Transkriptionsfaktoren eine Rolle bei der Regulierung des Epigenoms spielen. [2]

Bei RNA kann die Regulation auf der Ebene der Proteinbiosynthese (Translation), der RNA-Spaltung, des RNA-Spleißens oder der Transkriptionstermination erfolgen. Regulatorische Sequenzen werden häufig mit Boten-RNA (mRNA)-Molekülen in Verbindung gebracht, wo sie zur Kontrolle der mRNA-Biogenese oder -Translation verwendet werden. Eine Vielzahl biologischer Moleküle kann an die RNA binden, um diese Regulation zu erreichen, einschließlich Proteinen (z. B. Translationsrepressoren und Spleißfaktoren), anderen RNA-Molekülen (z. B. miRNA) und kleinen Molekülen im Fall von Riboschaltern.

Eine regulatorische DNA-Sequenz reguliert nicht, es sei denn, sie wird aktiviert. Verschiedene Regulationssequenzen werden aktiviert und setzen dann ihre Regulation durch unterschiedliche Mechanismen um.

Enhancer-Aktivierung und -Implementierung Bearbeiten

Eine hochregulierte Expression von Genen in Säugern kann initiiert werden, wenn Signale an die mit den Genen assoziierten Promotoren übertragen werden. Cis-regulatorische DNA-Sequenzen, die sich in DNA-Regionen befinden, die von den Promotoren von Genen entfernt liegen, können sehr große Auswirkungen auf die Genexpression haben, wobei einige Gene aufgrund einer solchen cis-regulatorischen Sequenz eine bis zu 100-fach erhöhte Expression erfahren. [3] Diese cis-regulatorischen Sequenzen umfassen Enhancer, Silencer, Isolatoren und Tethering-Elemente. [4] Unter dieser Konstellation von Sequenzen spielen Enhancer und ihre assoziierten Transkriptionsfaktorproteine ​​eine führende Rolle bei der Regulation der Genexpression. [5]

Enhancer sind Sequenzen des Genoms, die wichtige Genregulationselemente sind. Enhancer kontrollieren zelltypspezifische Genexpressionsprogramme, meistens durch Schleifen über lange Distanzen, um in physische Nähe zu den Promotoren ihrer Zielgene zu gelangen. [6] In einer Studie an kortikalen Neuronen des Gehirns wurden 24.937 Schleifen gefunden, die Verstärker zu Promotoren bringen. [3] Mehrere Enhancer, jeder oft in Zehn- oder Hunderttausenden von Nukleotiden entfernt von ihren Zielgenen, bilden eine Schleife zu ihren Zielgen-Promotoren und koordinieren miteinander, um die Expression ihres gemeinsamen Zielgens zu kontrollieren. [6]

Die schematische Darstellung in diesem Abschnitt zeigt einen Enhancer, der sich umkreist, um in enge physische Nähe zum Promotor eines Zielgens zu gelangen. Die Schleife wird durch ein Dimer eines Konnektorproteins (zB Dimer von CTCF oder YY1) stabilisiert, wobei ein Mitglied des Dimers an seinem Bindungsmotiv am Enhancer verankert ist und das andere Mitglied an seinem Bindungsmotiv am Promotor verankert ist (dargestellt durch das rote Zickzacklinien in der Abbildung). [7] Mehrere zellfunktionsspezifische Transkriptionsfaktorproteine ​​(im Jahr 2018 gaben Lambert et al. an, dass es in einer menschlichen Zelle etwa 1.600 Transkriptionsfaktoren gab [8] ) binden im Allgemeinen an spezifische Motive auf einem Enhancer [9] und einer kleinen Kombination dieser Enhancer -gebundene Transkriptionsfaktoren, wenn sie durch eine DNA-Schleife in die Nähe eines Promotors gebracht werden, steuern das Transkriptionsniveau des Zielgens. Mediator (Coaktivator) (ein Komplex, der normalerweise aus etwa 26 Proteinen in einer interagierenden Struktur besteht) übermittelt regulatorische Signale von Enhancer-DNA-gebundenen Transkriptionsfaktoren direkt an das an den Promotor gebundene RNA-Polymerase II (RNAP II)-Enzym. [10]

Enhancer werden, wenn sie aktiv sind, im Allgemeinen von beiden DNA-Strängen mit RNA-Polymerasen, die in zwei verschiedene Richtungen wirken, transkribiert, wodurch zwei eRNAs erzeugt werden, wie in der Abbildung dargestellt. [11] Ein inaktiver Enhancer kann von einem inaktiven Transkriptionsfaktor gebunden werden. Die Phosphorylierung des Transkriptionsfaktors kann ihn aktivieren, und dieser aktivierte Transkriptionsfaktor kann dann den Enhancer aktivieren, an den er gebunden ist (siehe kleiner roter Stern, der die Phosphorylierung eines an einen Enhancer gebundenen Transkriptionsfaktors in der Illustration darstellt). [12] Ein aktivierter Enhancer beginnt mit der Transkription seiner RNA, bevor er einen Promotor aktiviert, um die Transkription von Messenger-RNA von seinem Zielgen zu initiieren. [13]

Methylierung und Demethylierung von CpG-Inseln Bearbeiten

5-Methylcytosin (5-mC) ist eine methylierte Form der DNA-Base Cytosin (siehe Abbildung). 5-mC ist ein epigenetischer Marker, der hauptsächlich auf Cytosinen innerhalb von CpG-Dinukleotiden gefunden wird, wobei 5’-Cytosin von 3’-Guanin (CpG-Stellen) gefolgt wird. Etwa 28 Millionen CpG-Dinukleotide kommen im menschlichen Genom vor. [14] In den meisten Geweben von Säugetieren sind im Durchschnitt 70 bis 80 % der CpG-Cytosine methyliert (unter Bildung von 5-MethylCpG oder 5-mCpG). [15] Methylierte Cytosine innerhalb von 5’Cytosin-Guanin-3’-Sequenzen treten oft in Gruppen auf, die als CpG-Inseln bezeichnet werden. Etwa 59% der Promotorsequenzen haben eine CpG-Insel, während nur etwa 6% der Enhancersequenzen eine CpG-Insel aufweisen. [16] CpG-Inseln stellen regulatorische Sequenzen dar, da die Methylierung von CpG-Inseln im Promotor eines Gens die Genexpression reduzieren oder zum Schweigen bringen kann. [17]

Die DNA-Methylierung reguliert die Genexpression durch Interaktion mit Proteinen der Methylbindungsdomäne (MBD), wie MeCP2, MBD1 und MBD2. Diese MBD-Proteine ​​binden am stärksten an hochmethylierte CpG-Inseln. [18] Diese MBD-Proteine ​​besitzen sowohl eine Methyl-CpG-Bindungsdomäne als auch eine Transkriptionsrepressionsdomäne. [18] Sie binden an methylierte DNA und leiten oder lenken Proteinkomplexe mit Chromatin-Remodeling- und/oder Histon-modifizierender Aktivität zu methylierten CpG-Inseln. MBD-Proteine ​​unterdrücken im Allgemeinen lokales Chromatin, beispielsweise indem sie die Einführung repressiver Histonmarkierungen katalysieren, oder indem sie durch Nukleosomen-Remodeling und Chromatin-Reorganisation eine insgesamt repressive Chromatin-Umgebung erzeugen. [18]

Wie im vorherigen Abschnitt erwähnt, sind Transkriptionsfaktoren Proteine, die an spezifische DNA-Sequenzen binden, um die Expression eines bestimmten Gens zu regulieren. Die Bindungssequenz für einen Transkriptionsfaktor in DNA ist normalerweise etwa 10 oder 11 Nukleotide lang. Wie 2009 zusammengefasst, haben Vaquerizas et al. gaben an, dass im menschlichen Genom etwa 1400 verschiedene Transkriptionsfaktoren kodiert sind und sie etwa 6% aller menschlichen Protein-kodierenden Gene ausmachen. [19] Etwa 94% der Transkriptionsfaktor-Bindungsstellen (TFBSs), die mit signalresponsiven Genen assoziiert sind, kommen in Enhancern vor, während nur etwa 6% solcher TFBSs in Promotoren vorkommen. [9]

Das EGR1-Protein ist ein besonderer Transkriptionsfaktor, der für die Regulation der Methylierung von CpG-Inseln wichtig ist. Eine EGR1-Transkriptionsfaktor-Bindungsstelle befindet sich häufig in Enhancer- oder Promotorsequenzen. [20] Es gibt etwa 12.000 Bindungsstellen für EGR1 im Säugetiergenom und etwa die Hälfte der EGR1-Bindungsstellen befinden sich in Promotoren und die Hälfte in Enhancern. [20] Die Bindung von EGR1 an seine Ziel-DNA-Bindungsstelle ist unempfindlich gegenüber Cytosin-Methylierung in der DNA. [20]

Während in unstimulierten Zellen nur geringe Mengen an EGR1-Transkriptionsfaktorprotein nachweisbar sind, ist die EGR1-Translation in Protein eine Stunde nach der Stimulation drastisch erhöht. [21] Die Expression von EGR1-Transkriptionsfaktorproteinen in verschiedenen Zelltypen kann durch Wachstumsfaktoren, Neurotransmitter, Hormone, Stress und Verletzungen stimuliert werden. [21] Im Gehirn, wenn Neuronen aktiviert werden, werden EGR1-Proteine ​​hochreguliert und sie binden (rekrutieren) die bereits existierenden TET1-Enzyme, die in Neuronen stark exprimiert werden. TET-Enzyme können die Demethylierung von 5-Methylcytosin katalysieren. Wenn EGR1-Transkriptionsfaktoren TET1-Enzyme an EGR1-Bindungsstellen in Promotoren bringen, können die TET-Enzyme die methylierten CpG-Inseln an diesen Promotoren demethylieren. Nach der Demethylierung können diese Promotoren dann die Transkription ihrer Zielgene initiieren. Hunderte von Genen in Neuronen werden nach Neuronenaktivierung durch EGR1-Rekrutierung von TET1 an methylierte regulatorische Sequenzen in ihren Promotoren unterschiedlich exprimiert. [20]

Signalresponsive Promotoren und Enhancer unterliegen begrenzten, kurzfristigen Doppelstrang- oder Einzelstrangbrüchen Bearbeiten

Ungefähr 600 regulatorische Sequenzen in Promotoren und ungefähr 800 regulatorische Sequenzen in Enhancern scheinen für die Aktivierung von Doppelstrangbrüchen abzuhängen, die durch Topoisomerase 2-beta (TOP2B) initiiert werden. [22] Die Induktion bestimmter Doppelstrangbrüche ist spezifisch in Bezug auf ihr induzierendes Signal. Wenn Neuronen aktiviert werden, treten nur 22 der TOP2B-induzierten Doppelstrangbrüche in ihren Genomen auf. [23]

Solche TOP2B-induzierten Doppelstrangbrüche werden von mindestens vier Enzymen des nicht-homologen End-Joining (NHEJ) DNA-Reparaturwegs (DNA-PKcs, KU70, KU80 und DNA LIGASE IV) begleitet (siehe Abbildung). Diese Enzyme reparieren die Doppelstrangbrüche innerhalb von etwa 15 Minuten bis zwei Stunden. [23] [24] Die Doppelstrangbrüche im Promotor sind somit mit TOP2B und mindestens diesen vier Reparaturenzymen assoziiert. Diese Proteine ​​sind gleichzeitig auf einem einzelnen Promotornukleosom vorhanden (es gibt etwa 147 Nukleotide in der DNA-Sequenz, die um ein einzelnes Nukleosom gewickelt sind), die sich in der Nähe der Transkriptionsstartstelle ihres Zielgens befinden. [24]

Der von TOP2B eingeführte Doppelstrangbruch befreit offenbar den Teil des Promotors an einer RNA-Polymerase-gebundenen Transkriptionsstartstelle, um sich physikalisch zu seinem assoziierten Enhancer zu bewegen. Dies ermöglicht es dem Enhancer mit seinen gebundenen Transkriptionsfaktoren und Mediatorproteinen, direkt mit der RNA-Polymerase zu interagieren, die an der Transkriptionsstartstelle angehalten wurde, um die Transkription zu starten. [23] [10]

Topoisomerase I (TOP1) Enzyme scheinen an einer großen Anzahl von Enhancern lokalisiert zu sein und diese Enhancer werden aktiviert, wenn TOP1 einen Einzelstrangbruch einführt. [25] TOP1 verursacht Einzelstrangbrüche in bestimmten regulatorischen Enhancer-DNA-Sequenzen, wenn es von einem spezifischen Enhancer-bindenden Transkriptionsfaktor signalisiert wird. [25] Topoisomerase-I-Brüche sind mit anderen DNA-Reparaturfaktoren assoziiert als diejenigen, die TOP2B-Brüche umgeben. Im Fall von TOP1 sind die Brüche am unmittelbarsten mit den DNA-Reparaturenzymen MRE11, RAD50 und ATR verbunden. [25]

Es wird daran geforscht, alle regulatorischen Regionen in den Genomen aller Arten von Organismen zu finden. [26] Konservierte nicht-kodierende Sequenzen enthalten oft regulatorische Regionen und sind daher häufig Gegenstand dieser Analysen.


Was ist die TATA-Box? (Mit Bildern)

In lebenden Organismen ist die Transkription von Desoxyribonukleinsäure (DNA) der erste Schritt, der für die Expression eines Gens notwendig ist. Die TATA-Box, auch bekannt als Goldberg-Hogness-Box, ist eine DNA-Region, die den Transkriptionsprozess in Gang setzt. Es ist Teil der Promotorregion, die die Genexpression reguliert, indem sie eine Bindungsstelle für Enzyme bereitstellt, die an der Transkription von Genen beteiligt sind. Die TATA-Box kommt in Eukaryoten vor – Organismen mit komplexen membrangebundenen Strukturen in ihren Zellen – einschließlich des Menschen.

DNA besteht aus Nukleotiden, sich wiederholenden Struktureinheiten, die in vier Varianten vorkommen: die Nukleobasen Adenin (A), Thymin (T), Guanin (G) und Cytosin (C). Wenn sich diese Basen wiederholen, bilden sie Muster, die genetische Informationen kodieren. Sie bilden auch Paare durch komplementäre chemische Bindung, wobei Adenin an Thymin und Guanin an Cytosin bindet. Basenpaare verbinden die beiden Stränge eines DNA-Moleküls zu einer Doppelhelix-Struktur.

Wenn DNA transkribiert wird, spalten Enzyme die Doppelhelix in ihre konstituierenden Fäden, wodurch der genetische Code für die Duplikation freigelegt wird. Jeder DNA-Strang wird als Matrize zum Synthetisieren eines Ribonukleinsäure-Strangs (RNA) verwendet. Ein als RNA-Polymerase bekanntes Enzym baut die RNA-Kette auf, indem es komplementäre Nukleobasen an jeden exponierten DNA-Strang bindet.

Damit komplette Gene zur späteren Expression in Messenger-RNA (mRNA) transkribiert werden können, muss die RNA-Polymerase an der richtigen Stelle in der DNA-Sequenz mit der Transkription beginnen. Dieser Punkt, der als Initiationsstelle bekannt ist, wird durch eine Promotorregion angezeigt, die etwas stromaufwärts des Gens liegt. Die TATA-Box ist eine DNA-Sequenz, bestehend aus den Nukleobasen TATAAA, die sich in der Promotorregion etwa 25 Basenpaare vor der Transkriptionsstelle befindet.

An die TATA-Box binden Proteine, die als Transkriptionsfaktoren bekannt sind. Eines davon, das TATA-bindende Protein (TBP), ist TATA-spezifisch, während die anderen möglicherweise an Nicht-TATA-Promotorregionen binden können. Die RNA-Polymerase ist in der Lage, das Vorhandensein von Transkriptionsfaktoren als Signal zur Bindung an diese Stelle zu erkennen. Nach der Bindung an die TATA-Box befindet sich die RNA-Polymerase an der Initiationsstelle und kann nun beginnen, das Gen zu transkribieren.

Die meisten Promotorregionen von Genen enthalten keine TATA-Box. In TATA-losen Genen erkennen Transkriptionsfaktoren andere Promotorsequenzen und RNA-Polymerase bindet stattdessen an diese. Forscher haben Unterschiede in der Regulation zwischen Genen mit TATA-Box und solchen ohne TATA-Box durch die Untersuchung von Modellorganismen wie Saccharomyces Hefe und Fruchtfliege Drosophila.


Wie bestimmt die RNA-Transkription, welche Hälfte der DNA verwendet werden soll? - Biologie

Was ist eine regulatorische Mutation?

Alle Zellen eines Organismus enthalten das gleiche Genom, d. h. die gleichen Gene, die in der gleichen Reihenfolge auf den gleichen Chromosomen angeordnet sind. Dies ist eine Verallgemeinerung - einige Gene sind innerhalb bestimmter Zellen neu angeordnet, aber dies ist eher die Ausnahme als die Regel. Beispielsweise werden in B-Lymphozyten die Gene, die für Immunglobuline (Antikörpermoleküle) kodieren, neu angeordnet, so entstehen als Reaktion auf neu eingedrungene Organismen oder Viren neue Antikörperstrukturen. Außerdem werden Chromosomen in Krebszellen oft gebrochen und anomal wieder zusammengefügt. Und natürlich enthalten Keimzellen (Spermien und Eier) nur halb so viele Chromosomen wie normale somatische (Körper-)Zellen.

Trotzdem enthalten die meisten Zellen identische DNA. Was einen Zelltyp von einem anderen unterscheidet, sind nicht die Gene, die sie enthalten, sondern welche dieser Gene sie exprimieren – d. h. welche Gene sie in RNA transkribieren und dann in Protein übersetzen. Eine Muskelzelle unterscheidet sich von einem Neuron durch viele ihrer RNAs und Proteine. Zum Beispiel transkribiert die Muskelzelle die Gene, die für Muskel-Aktin und -Myosin kodieren, aber nicht das Gen, das Neurofilamente kodiert, umgekehrt gilt dies für die neuronale Zelle. Was bestimmt, ob ein bestimmtes Gen transkribiert wird oder nicht? Dies hängt zu einem großen Teil von den anderen Proteinen ab, die in der Zelle vorhanden sind - insbesondere Proteine, die zusammen als "Transkriptionsfaktoren" bekannt sind.

Jedes Gen besteht aus einer proteincodierenden Sequenz, die zusammenhängend oder in eine Reihe von Exons und Introns zerlegt sein kann und mit einem START-Codon (ATG) beginnt und mit einem STOP-Codon (TAA, TAG oder TGA) endet. Außerdem muss ein Gen haben regulatorische Sequenzen mit ihr verbundenen. Dies sind DNA-Abschnitte, die selbst nicht für Protein kodieren, aber als Bindungsstellen für die RNA-Polymerase und ihre akzessorischen Moleküle sowie eine Vielzahl von Transkriptionsfaktoren fungieren. Zusammen wirken die regulatorischen Sequenzen mit ihren gebundenen Proteinen als molekulare Schalter, die den Aktivitätszustand des Gens bestimmen – z.B. OFF oder FULL-ON oder häufiger etwas dazwischen. Zu den regulatorischen Sequenzen gehören die Promoter Region zusammen mit Verstärker Elemente.

Jedes Gen hat einen Promotor, der die Bindungsstelle für den basalen Transkriptionsapparat ist – die RNA-Polymerase und ihre Co-Faktoren. Dies stellt die minimale Maschinerie bereit, die erforderlich ist, um die Transkription des Gens zu ermöglichen. Die Enhancer-Regionen befinden sich in einer Entfernung vom Promotor, entweder zur 5'- oder 3'-Seite des Gens oder innerhalb von Introns. Sie sind typischerweise kurze DNA-Abschnitte (z. B. 200 bp), die jeweils aus einem Cluster noch kürzerer Sequenzen (z. B. 25 bp) bestehen, die die Bindungsstellen für eine Vielzahl von zell- oder regionenspezifischen Transkriptionsfaktoren darstellen. Sobald sie gebunden sind, interagieren diese Transkriptionsfaktorkomplexe mit der basalen Transkriptionsmaschinerie am Promotor, um die Transkriptionsrate des Gens zu erhöhen (oder manchmal zu verringern). Solche Interaktionen sind aufgrund der flexiblen Natur der DNA möglich, die es den Enhancern ermöglicht, sich dem Promotor zu nähern, indem sie die DNA dazwischen ausschleifen (siehe Diagramm unten).

Wir können uns die aktivierende Funktion von Enhancern wie folgt vorstellen. Die Bindung der RNA-Polymerase und der basalen Transkriptionsmaschinerie an den Genpromotor ist, als würde man den Motor einschalten und ihn im Leerlauf laufen lassen. Wenn die zusätzlichen Transkriptionsfaktoren, die an Enhancer-Elemente gebunden sind, mit der basalen Maschinerie interagieren, ist es, als würde man den Motor einlegen und vom Bordstein wegfahren. (Alternativ ist es für eine Repressor-Stelle wie das Anziehen der Handbremse.)

Häufig unterliegt ein bestimmtes Gen einer komplexen Regulation. Das heißt, es muss möglicherweise zu verschiedenen Zeiten und an verschiedenen Orten während der Entwicklung oder als Reaktion auf verschiedene extrazelluläre Reize transkribiert werden. Im vorliegenden Kontext (Drosophila Embryogenese) haben wir gesehen, dass die Segmentierungsgene entsprechend ihrer Position im Embryo exprimiert werden. Ein Beispiel ist das sogar übersprungen (Vorabend)-Gen, ein Paarregel-Gen, das in abwechselnden embryonalen Parasegmenten transkribiert wird, um ein Zebramuster aus sieben Streifen zu erzeugen. Der Transkriptionszustand des Vorabend Gen - entweder ON oder OFF, je nachdem, in welchem ​​Parasegment wir uns befinden - wird von einer Reihe von Enhancer-Elementen kontrolliert, eines für jeden Streifen. Jedes Enhancer-Element enthält Bindungsstellen für stromaufwärts gelegene Segmentierungsgenprodukte wie Bicoid und Kruppel (die, wie Sie sich erinnern werden, selbst Transkriptionsfaktoren sind). Somit bestimmt die besondere Konstellation von maternalen Effektgenen, Gap-Genen und anderen Pair-Rule-Genen, die in einem bestimmten Parasegment exprimiert wird, ob eines der Enhancer-Elemente vollständig besetzt ist und folglich, ob Vorabend Gentranskription ist in diesem Parasegment aktiviert oder nicht. Die Spezifität der Enhancer lässt sich demonstrieren, indem man nur einen von ihnen entfernt (beispielsweise das Element, das Streifen 2 spezifiziert) und es stromaufwärts eines Reportergens wie der bakteriellen Beta-Galactosidase (Bgal) einfügt. wenn dieses in den Embryo eingeführt wird, wird Bgal in nur einem Streifen ausgedrückt - in der Position des Vorabend Stripe 2. Alternativ können bestimmte Enhancer-Elemente aus dem normalen gestrichen werden Vorabend Gen, was zur Deletion der entsprechenden Streifen von Vorabend Ausdruck. Eine solche Mutation - Verlust eines Enhancer-Elements - heißt a regulatorisch Mutation. Es beeinflusst die räumliche oder zeitliche Regulation des Gens, ohne einen universellen Verlust des Genprodukts zu verursachen.

Der obere Teil dieses Diagramms zeigt einen Teil des regulatorischen Bereichs des Vorabend Gen - der Teil, der der Transkriptionsstartstelle am nächsten liegt (roter Pfeil). In dieser Region gibt es drei Enhancer-Elemente, die Vorabend Expression in den Streifen 2, 3 und 7. Andere Elemente, die im Diagramm nicht gezeigt sind, liegen weiter entfernt von der Transkriptionsstartstelle (links) und Kontrolle Vorabend Ausdruck in den Streifen 1,4,5 und 6. Wenn Sie diese vorgelagerten Elemente löschen und nur die im Diagramm gezeigten belassen, entsteht das oben rechts gezeigte Ausdrucksmuster - Streifen 2, 3 und 7. Nehmen Sie nur eines der Elemente, das für Streifen 2, und die Verknüpfung mit einem Reportergen ergibt das oben gezeigte Muster in der Mitte - nur Streifen 2. Der Wildtyp Vorabend Expressionsmuster ist oben links gezeigt. (Aus Gilbert, Developmental Biology, 4. Auflage, Kapitel 15, S. 549 und Alberts et al., Molekularbiologie der Zelle, 3. Auflage, Kapitel 9, S. 428)

Ähnliches gilt für die Regulierung des Bithorax-Komplexes. Transkription von Ubx, abd-A und Abd-B wird durch eine Reihe von Enhancer-Elementen gesteuert, von denen jedes für ein bestimmtes Parasegment spezifisch ist. Verlust eines der Ubx Enhancer führen zum Verlust von Ubx Ausdruck aus dem entsprechenden Parasegment und Transformation dieses Parasegments. Die BX-C-Mutationen, die Lewis in seinem genetischen Screen (bx, pbx, bxd, iab2 etc) erweisen sich als solche regulatorischen Mutationen. Zum Beispiel, bxd Kontrollen Ubx Expression in A1 Mutationen von bxd führen zum Verlust der Ubx-Expression in A1 und zur homöotischen Transformation von A1 in T3). Somit resultieren Transformationen der Segmentidentität aus subtilen, parasegmentspezifischen Veränderungen der Ausdrucksmuster von Ubx, abd-A oder Abd-B, kein vollständiger Verlust ihrer kodierten Proteine.


Neue Technologie wird zeigen, wie RNA die Genaktivität reguliert

Abbildung 1. Genexpression (a): Die DNA-Sequenz eines Gens wird kopiert, um ein RNA-Molekül herzustellen (Transkription), dann wird die RNA-Sequenz entschlüsselt (translatiert), um ein Proteinmolekül aufzubauen. (b) Innerhalb eines Zellkerns wird ein DNA-Molekül von speziellen Proteinen in Chromatin verpackt, die ein Chromosom bilden Credit: Genetic Code Table, and Diagram of Chromatin from the Wiring Diagram Database. Bildnachweis: Moskauer Institut für Physik und Technologie

Die Entdeckung einer großen Anzahl langer, nicht-proteinkodierender RNAs, auch bekannt als lncRNAs, im Säugetiergenom war eine große Überraschung der jüngsten groß angelegten Genomikprojekte. Ein internationales Team mit einem Bioinformatiker des Forschungszentrums für Biotechnologie der Russischen Akademie der Wissenschaften und des Moskauer Instituts für Physik und Technologie hat eine zuverlässige Methode entwickelt, um die Rolle solcher RNAs zu beurteilen. Die neue Technik und die damit gewonnenen Daten ermöglichen es, wichtige Hypothesen über die Zusammensetzung und Regulation von Chromatin zu generieren sowie die spezifischen Funktionen von lncRNAs zu identifizieren.

Vorgestellt in Naturkommunikation, die Technologie heißt RADICL-seq und ermöglicht eine umfassende Kartierung jeder RNA, die während der Interaktion mit allen genomischen Regionen, auf die sie abzielt, erfasst wird, wo viele RNAs wahrscheinlich für die Genomregulation und Strukturerhaltung wichtig sind.

RNA- und Genregulation

Bisher wurde angenommen, dass RNA hauptsächlich als Vermittler beim Aufbau von Proteinen auf der Grundlage einer DNA-Matrize fungiert (Abb. 1a), mit sehr seltenen Ausnahmen wie ribosomalen RNAs. Mit der Entwicklung der Genomanalyse stellte sich jedoch heraus, dass nicht alle DNA-Regionen RNA kodieren und nicht alle transkribierten RNA Proteine ​​kodieren.

Obwohl die Zahl der nicht-kodierenden RNAs und jener, die Proteine ​​kodieren, ungefähr gleich ist, ist die Funktion der meisten nicht-kodierenden RNAs noch nicht ganz klar.

Jeder Zelltyp hat seinen eigenen Satz aktiver Gene, die zur Produktion bestimmter Proteine ​​führen. Dadurch unterscheidet sich eine Gehirnzelle von einer Blutzelle desselben Organismus – obwohl beide dieselbe DNA teilen. Wissenschaftler kommen nun zu dem Schluss, dass RNA einer der Faktoren ist, die bestimmen, welche Gene exprimiert oder aktiv sind.

Es ist bekannt, dass lange nichtkodierende RNAs mit Chromatin interagieren – DNA, die eng mit Proteinen verpackt ist (Abb. 1b). Chromatin hat die Fähigkeit, seine Konformation oder "Form" zu ändern, so dass bestimmte Gene entweder für die Transkription exponiert oder verborgen werden. Lange nichtkodierende RNAs tragen zu dieser Konformationsänderung und der daraus resultierenden Änderung der Genaktivität bei, indem sie mit bestimmten Chromatinregionen interagieren. Um das regulatorische Potenzial von RNA zu verstehen – zusätzlich dazu, dass es eine Matrize für die Proteinsynthese ist – ist es wichtig zu wissen, mit welcher Chromatinregion eine bestimmte RNA interagiert.

Abbildung 1b. Genexpression (a): Die DNA-Sequenz eines Gens wird kopiert, um ein RNA-Molekül herzustellen (Transkription), dann wird die RNA-Sequenz entschlüsselt (translatiert), um ein Proteinmolekül aufzubauen. (b) Innerhalb eines Zellkerns wird ein DNA-Molekül von speziellen Proteinen in Chromatin verpackt, die ein Chromosom bilden Credit: Genetic Code Table, and Diagram of Chromatin from the Wiring Diagram Database. Bildnachweis: Moskauer Institut für Physik und Technologie

RNAs interagieren mit Chromatin im Zellkern, indem sie an Chromatin-assoziierte Proteine ​​binden, die ein DNA-Molekül falten. Es gibt mehrere Technologien, die solche RNA-Chromatin-Wechselwirkungen abbilden können. Alle haben jedoch erhebliche Einschränkungen. Sie neigen dazu, Wechselwirkungen zu übersehen, benötigen viel Inputmaterial oder stören die Kernstruktur.

Um diese Mängel zu beheben, hat ein RIKEN-geführtes Team eine neue Methode vorgestellt: RNA and DNA Interacting Complexes Ligation and Sequenced, kurz RADICL-seq. Die Technik liefert genauere Ergebnisse und hält die Zellen intakt, bis die RNA-Chromatin-Kontakte ligiert sind.

Die Grundidee der RADICL-seq-Methode ist die folgende. Zunächst wird die RNA mit Formaldehyd mit nahegelegenen Proteinen im Zellkern vernetzt. Dann wird die DNA in Stücke geschnitten, indem sie mit einem speziellen Protein verdaut wird. Danach setzt die Technologie eine RNase-H-Behandlung ein, um den ribosomalen RNA-Gehalt zu reduzieren und so die Genauigkeit des Ergebnisses zu erhöhen. Anschließend werden unter Verwendung eines Brückenadapters (ein Molekül mit einzelsträngigen und doppelsträngigen Enden) die proximale DNA und RNA ligiert (Abb. 2a). Nach der Aufhebung der Querverbindungen wird die RNA-Adapter-DNA-Chimäre zur Sequenzierung in doppelsträngige DNA umgewandelt (Abb. 2b), wodurch die Sequenz der ligierten RNA und DNA sichtbar wird.

  • Abbildung 2a. Reaktionen im Zellkern (a): Die RNA ist rot dargestellt, die DNA als schwarze Doppellinien und ein Verbindungsmolekül in dunkelblau. Die hellblauen Kreise stehen für Proteine. Der schwarze Punkt ist ein Molekül, das es ermöglicht, das DNA-RNA-Hybrid in Lösung herauszufiltern. Erläuterungen finden Sie im Text. Reaktionen in Lösung (b): Proteinentfernung, Zweitstrangsynthese, Clipping auf eine vorbestimmte Größe, Hinzufügen von Sequenzen zur Erkennung und Sequenzierung Credit: Alessandro Bonetti et al./Nature Communications. Bildnachweis: Moskauer Institut für Physik und Technologie
  • Abbildung 3. Nichtkodierende RNA-Chromatin-Interaktionsmuster: Neat1 (a, b) und Fgfr2 (c, d) in embryonalen Stammzellen der Maus (mESC) und Oligodendrozyten-Vorläuferzellen der Maus (mOPC). Neat1 und Fgfr2 stammen von den Chromosomen Nr. 18 bzw. 7 Quelle: Alessandro Bonetti et al./Nature Communications

Dekodierung der Nichtkodierung

Im Vergleich zu anderen existierenden Methoden kartierte RADICL-seq RNA-Chromatin-Interaktionen mit einer höheren Genauigkeit. Darüber hinaus ermöglichte die überlegene Auflösung der Technologie dem Team, Chromatin-Interaktionen nicht nur mit den nicht-kodierenden, sondern auch mit den kodierenden RNAs zu erkennen, einschließlich solcher, die weit von ihrem Transkriptionsort entfernt wurden. Die Forschung bestätigte, dass lange nichtkodierende RNAs eine wichtige Rolle bei der Regulation der Genexpression spielen, die in beträchtlicher Entfernung vom regulierten Gen stattfindet.

Diese Technologie kann auch verwendet werden, um zelltypspezifische RNA-Chromatin-Interaktionen zu untersuchen. Die Wissenschaftler bewiesen es, indem sie sich zwei nicht-kodierende RNAs in einer Mauszelle ansahen, von denen eine möglicherweise mit Schizophrenie in Verbindung gebracht wird. Sie fanden heraus, dass ein Interaktionsmuster zwischen Chromatin und diesen RNAs in zwei verschiedenen Zellen – der embryonalen Stammzelle und der Oligodendrozyten-Vorläuferzelle – mit der bevorzugten Genexpression in diesen Zelltypen korreliert (Abb. 3).

Die Flexibilität der neuen Methode bedeutet, dass Wissenschaftler durch Modifikation des Experiments zusätzliche biologische Informationen sammeln können. Insbesondere können mit dieser Technologie direkte RNA-DNA-Interaktionen identifiziert werden, die nicht durch Chromatinproteine ​​vermittelt werden. Die von Bioinformatikern des Forschungszentrums für Biotechnologie und MIPT durchgeführte Analyse zeigte, dass nicht nur die Standard-Doppelhelix-Interaktionen zwischen DNA und RNA, sondern auch solche mit RNA-DNA-Triplexen an der Genregulation beteiligt sein können. Auch unterstreichen solche Interaktionen die Bedeutung von nicht-kodierender RNA beim Protein-Targeting auf bestimmte Genloci.

„Wir planen, die Rolle der RNA bei der Regulation der Genexpression, des Chromatin-Remodelings und letztendlich der Zellidentität weiter zu erforschen. Hoffentlich werden wir in naher Zukunft in der Lage sein, Gene mithilfe dieser nicht-kodierenden RNAs zu regulieren besonders hilfreich bei der Behandlung von Krankheiten sein", sagt Yulia Medvedeva, die die Gruppe Regulatorische Transkriptomik und Epigenomik am Forschungszentrum für Biotechnologie RAS leitet und das Labor für Bioinformatik für Zelltechnologien am MIPT leitet. Sie leitet auch das Stipendienprojekt, das von der Russian Science Foundation unterstützt wird, die die Studie mitfinanziert hat.


Wo findet die Transkription statt?

Die Transkription findet im Zellkern statt und beginnt, wenn ein Enzym namens RNA-Polymerase an den benötigten DNA-Abschnitt bindet und die Doppelhelix öffnet. Die RNA-Polymerase bindet an einen Bereich, der als Promotor bezeichnet wird und sich in kurzer Entfernung “upstream” vom Gen selbst befindet. Die Promotorsequenz befindet sich nur auf einem Strang – dies zeigt nicht nur an, wo mit der Transkription begonnen werden soll, sondern auch, welcher DNA-Strang verwendet werden soll.

Wo findet die Transkription statt?

Die Transkription findet im Zellkern statt.

Die RNA-Polymerase beginnt mit der Bildung eines mRNA-Strangs unter Verwendung der DNA als Matrize. Daher wird der verwendete DNA-Strang als Matrizenstrang bezeichnet und der nicht verwendete Strang wird als kodierender Strang (der das Gen selbst enthält) bezeichnet. Die mRNA wird durch komplementäre Basenpaarung hergestellt. Beim Abwickeln des DNA-Strangs und Freilegen seiner Basen wird die entsprechende RNA-Base durch die RNA-Polymerase eingesetzt. Adenin paart sich immer mit Thymin (oder Uracil im Fall von RNA) und Cytosin paart sich immer mit Guanin. Wenn also der DNA-Matrizenstrang A T C G A T C G sagt, lautet die RNA U A G C U A G C.

Die RNA-Polymerase baut den mRNA-Strang weiter auf, bis sie eine Terminatorsequenz am Ende des Gens findet. Das Enzym verlässt dann den DNA-Strang und ist nun frei, ein anderes Gen zu transkribieren.

Einige mRNA-Stränge müssen modifiziert werden, bevor sie den Kern verlassen können: 1) ein “cap” wird an einem Ende angebracht, 2) eine Kette von etwa 200 Adeninen wird am anderen Ende hinzugefügt und 3) Junk-Sequenzen, sogenannte Introns, sind ENTFERNT. Sobald diese Modifikationen abgeschlossen sind, kann die mRNA zur Translation in die Zelle gelangen.

Es gibt keine Rechtschreibprüfung oder Qualitätskontrolle, so dass viele Fehler auftreten. mRNA und die daraus hergestellten Proteine ​​werden jedoch leicht abgebaut und neu hergestellt, wenn sie beim ersten Mal falsch sind.


Wie bestimmt die RNA-Transkription, welche Hälfte der DNA verwendet werden soll? - Biologie

I. Was ist Sichelzellenanämie?

EIN Gen ist ein DNA-Abschnitt, der für ein Protein oder eine Eigenschaft kodiert. Gene können beliebig lang sein und umfassen manchmal mehrere DNA-Abschnitte. Das HBB-Gen liefert Anweisungen zur Herstellung eines Proteins namens Beta-Globin, das Teil eines großen Proteins namens ist Hämoglobin das ist in roten Blutkörperchen zu finden. Jedes Hämoglobinprotein kann vier Sauerstoffmoleküle transportieren, die an die Organe und Gewebe des Körpers abgegeben werden.

Wenn eine Person nicht genügend rote Blutkörperchen hat oder die Zellen nicht richtig funktionieren, kann den Organen Sauerstoff entzogen werden. Diese Bedingung heißt Anämie. Eine Person mit Anämie kann sich ständig müde fühlen, Schwierigkeiten beim Atmen, Wadenkrämpfe und Schwindel haben.

Es gibt eine Art von Anämie, die mit der Form des HBB-Proteins zusammenhängt. Wenn eine Person hat Sichelzellenanämie, bildet das Hämoglobinprotein lange Ketten, die die Form der roten Blutkörperchen verändern. Anstelle einer scheibenförmigen Struktur, die sich leicht durch die Blutgefäße bewegt, haben sichelförmige Blutkörperchen wie Bananen. Der Grund, warum sie eine Sichelform haben, ist, dass das zugrunde liegende Gen die falschen Anweisungen hat. Diese unförmigen Blutkörperchen verstopfen die Gefäße und haben nicht die Lebenserwartung normaler Blutkörperchen. Eine Person mit Sichelzellenanämie leidet unter Müdigkeit (Müdigkeit) und hat Episoden von extremen Schmerzen, die als a . bezeichnet werden Schmerzkrise. Sichelförmige Blutkörperchen, die Gefäße im Gehirn blockieren, können sogar einen Schlaganfall verursachen.

Sichelzellenanämie ist eine lebensbedrohliche Krankheit, von der etwa 100.000 Amerikaner betroffen sind. Es ist eine Erbkrankheit, die von den Eltern an ihre Kinder weitergegeben wird, aber Eltern können es sein Transportunternehmen des Gens und haben keine Symptome. Wenn beide Elternteile Träger sind, haben ihre Kinder eine Wahrscheinlichkeit von 25 %, an Sichelzellenanämie zu erkranken.

1. Was ist ein Gen? _________________________________________

2. Was ist Hämoglobin? _________________________________________

3. Wie unterscheidet sich ein sichelförmiges Blutkörperchen von einem normalen? __________________________

4. Warum haben die Blutkörperchen die falsche Form? ___________________________

5. Was sind die Symptome einer Sichelzellenanämie? ___________________________

6. Was ist ein Spediteur? ______________________________

II. Wie DNA Proteine ​​herstellt

Denken Sie daran, dass DNA vier Basen enthält: Adenin, Guanin, Cytosin und Thymin. Die Sequenz von A's, T's, G's und C's bestimmt das Protein, das aufgebaut wird. Each set of three bases will code for a single amino acid. Proteine are simply chains of amino acids. To make proteins, DNA must send its code sequence to the ribosomes in the cell, but it needs a messenger to do that. Transkription is the process where DNA is converted to a molecule of messenger RNA (mRNA). The mRNA is then used to build a protein like hemoglobin.

CODON CHART

To determine the amino acid sequence of the gene, you must transcribe the DNA to RNA. The base pair rule is used to create RNA, but RNA does not contain thymine, it contains URACIL instead. This is why codon charts have U's in them and no T's.

A codon chart tells you what bases in RNA code for what amino acids. The ribosome combines all the amino acids to create a single protein, like hemoglobin. It takes three bases to determine one amino acid. Amino acids are usually abbreviated. GUC makes the amino acid valine, abbreviated as "Val" on the chart.

Here is how the codon chart could be used to determine the amino acid sequence:

DNA: A A T C A G → (DNA sequence of gene)
RNA: U U A G U C (transcribed from RNA follow base pair rule, no T's)
Amino Acids: Leu Val (find on codon chart)

7. In order to make a protein, the message on DNA must be converted to what? ___________

8. How many bases in DNA are needed to code for a single amino acid? _________

9. What is a protein? _________________________________________________

10. . What base is found in RNA, but not DNA? ________

11. Consider the sequence shown, determine the complementary RNA and the amino acids

DNA T A C G T A T T T G C A C A C
RNA
Aminosäuren

III. A Change in DNA Can Change the Protein

Sometimes, one of the letters in DNA gets switched with another letter, causing a mutation in the DNA. Many mutations don't have any effects, but some will change the amino acid made by the ribosomes. In the case of sickle cell anemia, just a single letter change alters the shape of the hemoglobin protein.

12. Use the codon chart to determine the amino acids created from each DNA.

13. What codon in the sickle cell DNA is altered? ___________________ (1st, 2nd, or 3rd)

14. What happens in people that have this difference in their DNA? ____________________

15. Explain how it would be possible to have a change in a single base of DNA, but have the protein NOT change and be functional. Hint: look at the codon chart.

TED-Ed Video on Sickle Cell (

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Programming

Before we dive straight into the code let’s do a brief overview of the inputs, outputs, and algorithm for converting a template DNA strand into an RNA strand.

Input (dna_strand)

Our input is a 5′ to 3′ DNA strand. In programming terms this is a String consisting of the characters ‘A’, ‘C’, ‘T’, or ‘G’

Output (rna_strand)

Our output is a 3′ to 5′ RNA strand. That is we will have a String consisting of the characters ‘A’, ‘C’, ‘U’, or ‘G’

Algorithm

This algorithm simply goes through each nucleotide (character) in our DNA strand and replaces it with the appropriate base for the RNA strand. For those familiar with Python this code will look very straight forward, and will even work in Python with slight modifications. Below I will give a Python implementation and Javascript implementation of this algorithm.


Transcription of DNA

Transkription describes the process by which the genetic information contained within DNA is re-written into messenger RNA (mRNA) by RNA polymerase. This mRNA then exits the nucleus, where it provides the basis for the Übersetzung der DNA. By controlling the production of mRNA in the nucleus, the cell regulates the rate of gene expression.

In this article we will look at the process of DNA transcription, including the post-transcriptional modification of mRNA and its importance.


Schau das Video: DNA in RNA umschreiben. Einfache Technik. Transkription. Bio erklärt (Januar 2022).