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Kann ich auf Kartoffel-Dextrose-Agar Bakterien züchten?

Kann ich auf Kartoffel-Dextrose-Agar Bakterien züchten?


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Ich habe mich gefragt, ob Kartoffel-Dextrose-Agar eine geeignete Umgebung für Bakterien ist. Hat es alle Anforderungen, die Bakterien benötigen, oder ist es begrenzt? Speziell: Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Enterococcus faecium, Pseudomonas aeruginosa.


Ohne Einzelheiten über die Bakterien zu kennen, die ich in Frage stelle, wird dies vage gehalten.

Im Allgemeinen können einige Bakterien jedoch mit einer PDA-Platte kultiviert werden. Die Platte enthält Kartoffelstärke-Agar und Dextrose. Manchmal wird Weinsäure hinzugefügt, um die Bildung unerwünschter Bakterienkolonien zu verhindern, was wiederum die Möglichkeit unterstreicht, dass sie sich auf dem Teller bilden können. Der Wirkmechanismus der Weinsäure besteht darin, den pH-Wert außerhalb des physiologischen Bereichs der meisten Bakterien zu senken.


Sabouraud Dextrose Agar (SDA) – Zusammensetzung, Prinzip, Verwendung, Vorbereitung und Koloniemorphologie

Sabouraud Dextrose Agar (SDA) wird zur Isolierung, Kultivierung und Erhaltung von nicht-pathogenen und pathogenen Arten von Pilze und Hefen. SDA wurde 1892 von Sabouraud zur Kultivierung von Dermatophyten formuliert. Der pH-Wert wird auf ca. 5,6 eingestellt, um insbesondere das Wachstum von Pilzen zu fördern Dermatophytenund zur leichten Hemmung des Bakterienwachstums in klinischen Proben.


Kartoffel-Dextrose-Agar (PDA) – Zubereitung, Prinzip, Zusammensetzung und Verwendungen

Es ist eine spezielle Art von Agar, der zur Kultivierung von Pilzen verwendet wird. Es ist ein Allzweckmedium, das zur Kultivierung von Hefen und Schimmelpilzen verwendet wird. Um das Wachstum zu hemmen, wird eine bestimmte Art von Säure oder Antibiotikum verwendet. Es wird für verschiedene Zwecke verwendet, wie zum Beispiel:

  • Wird verwendet, um das Vorhandensein von Schimmel und Hefe in zubereiteten Lebensmitteln und Milchprodukten zu erkennen.
  • Wird zur Kultivierung von Hefen und Schimmelpilzen aus einer klinischen Probe verwendet.
  • PDA eignet sich in Mischung mit Weinsäure zur mikrobiellen Untersuchung von Milch- und Lebensmittelprodukten.
  • PDA wird in Verbindung mit Chloramphenicol zur selektiven Kultivierung von Pilzen aus einer Mischprobe verwendet.
  • PDA ist in Mischung mit Chlortetracyclin hilfreich bei der mikrobiellen Zählung von Schimmel und Hefe aus kosmetischen Produkten.
  • Kartoffel-Dextrose-Agar mit Chlortetracyclin wird für die mikrobielle Zählung von Hefe- und Schimmelpilzen aus Kosmetika empfohlen.
  • Es hilft bei der Kultivierung und Differenzierung von pathogenen und nicht-pathogenen Pilzen. (1, 2, 3, 4 und 5)

Bild 1: Das linke Bild zeigt das Wachstum von A. flavus auf Kartoffeldextrose-Agar, während das rechte P.chrysogenum ist.

Bildquelle:verschlüsselt-tbn0.gstatic.com

Bild 2: Das Foto oben ist die Standard-Kartoffel-Dextrose-Agarplatte.

Bildquelle:verschlüsselt-tbn0.gstatic.com

Was ist das Prinzip von Kartoffel-Dextrose-Agar?

Es besteht aus Dextrose und dehydriertem Kartoffelaufguss, die ein üppiges Pilzwachstum fördern. Das Verfestigungsmittel ist Agar. Um das Bakterienwachstum zu hemmen, wird der pH-Wert des Mediums mit einer bestimmten Menge an 10 % steriler Weinsäure gesenkt.

Um das Überwachsen konkurrierender Mikroorganismen aus der Mischprobe zu hemmen, wird ein selektives Mittel in Form von Chloramphenicol verwendet. Es hemmt das Überwachsen und ermöglicht gleichzeitig die Isolierung von Pilzen. Das angesäuerte Medium sollte nicht erneut erhitzt werden, da dadurch der Agar hydrolysiert wird und der Agar nicht fest wird. (5, 6)

Was sind die Bestandteile von Kartoffel-Dextrose-Agar?

  • Traubenzucker
  • Kartoffelextrakt
  • Agar
  • Ergänzungsmittel können in Form von Weinsäure, Chlortetracyclin und Chloramphenicol hinzugefügt werden. (5, 6 und 7)

Wie stellt man Kartoffel-Dextrose-Agar-Medien her?

  1. Kartoffelaufguss – eine ungeschälte und in Scheiben geschnittene Kartoffel sollte in einem Liter destilliertem Wasser etwa 30 Minuten lang zum Kochen gebracht werden.
  2. Mit einem Käsetuch den Kartoffelaufguss filtern und das Abwasser aufbewahren.
  3. Die Infusion mit Agar, Dextrose und Wasser mischen und zum Auflösen zum Kochen bringen.
  4. Autoklavieren bei einer Temperatur von 121 Grad Celsius für 15 Minuten.
  5. Etwa 25 ml in die sterile Petrischale geben.
  6. Der endgültige pH-Wert beträgt 5,6 ± 0,2.
  7. Wenn Sie ein handelsübliches Medium-Pulver verwenden möchten, sollten Sie 39 Gramm Kartoffel-Dextrose-Agar-Pulver zu einem Liter destilliertem Wasser hinzufügen. Zum Kochen bringen und kontinuierlich mischen, um das Pulver aufzulösen. Autoklavieren Sie bei der gleichen Temperatur und dem gleichen Zeitrahmen.
  8. Wenn Nahrungsergänzungsmittel hinzugefügt werden, sollten sie in einer kontrollierten Menge sein – Chlortetracyclin beträgt 40 mg, Chloramphenicol beträgt 25 mg und Weinsäure beträgt 1,4 mg.
  9. Um die Probe zu verarbeiten, strömen Sie die zu untersuchende Probe mit einer sterilen Impföse auf das Medium.
  10. Die Platte sollte bei 25 bis 30 Grad Celsius in einer umgekehrten Position inkubiert werden.
  11. Die Kultur sollte jede Woche auf Pilzwachstum untersucht werden. Die Kultur sollte mindestens sechs Wochen aufbewahrt werden, bevor ein negatives Ergebnis vorliegt. (1, 5, 9 und 10)

Bild 3:Ein Aspergillus-Wachstum auf Kartoffel-Dextrose-Agar.

Bildquelle:verschlüsselt-tbn0.gstatic.com

Merkmale der Kolonie auf Kartoffel-Dextrose-Agar.

  • Auf der Oberseite sind gelbgrüne Sporen zu sehen, die pudrig erscheinen, während die Unterseite rötlich-gold ist. – Aspergillus flavus.
  • Die Oberseite erscheint olivgrün mit einem sterilen weißen Rand. Die untere Oberfläche erscheint faltig mit einer deutlichen orangen bis roten Farbe. – Penicillium chrysogenum.
  • Die Kolonie erscheint dick und samtig. Es erscheint an der Oberfläche cremeweiß und an der Unterseite radial gefurcht. – Ein Kandidat.
  • Die Kolonie erscheint samtig mit weißen und schwarzen Sporen auf der Oberfläche. Die Unterseite ist gelb und stark gefurcht. – Ein Niger.
  • Die Kolonie ist an der Oberfläche schmutzigweiß mit gelblichen Poren in der Mitte. Es sieht samtig aus und die Unterseite hat eine deutliche orange bis schokoladenbraune Farbe. – Ein Schwefel.
  • Es hat eine flockige Textur mit einer Oberflächenfarbe von Weiß bis Orange-Creme mit Grün. Die Unterseite sieht leuchtend orange und stark faltig aus. – Eine Versicolor.
  • Die Oberflächenfarbe ist dunkelgrün mit samtiger Textur. Die Unterseite ist farblos bis cremefarben mit einer flachen Mitte und einem gefurchten erhöhten Rand. – Penicillium corylophilum.
  • Es hat eine samtige Textur mit einer dunkelgrünen Oberfläche. Die Unterseite erscheint gelb und radial gefurcht. – P. expansiv.
  • Die Kolonie hat eine flockige Textur und erscheint auf der Oberfläche rosa. Die untere Fläche ist magentarot bis violett. – Fusarium oxysporum. (2, 4, 7 und 10)

Ist Kartoffel-Dextrose-Agar selektiv oder differentiell?

Ein Kartoffel-Dextrose-Agar ist sowohl ein selektives Medium. Es gibt jedoch einige Einschränkungen. Zur vollständigen Identifizierung sollten zunächst biochemische, molekulare, massenspektrometrische und immunologische Tests an Kolonien aus Reinkultur durchgeführt werden.


Kann ich auf Kartoffel-Dextrose-Agar Bakterien züchten? - Biologie

Von: Jasalavich, C. A. und G. L. Schumann. 2001. Wer hat es getan? Oder was ist das für ein braunes, flockiges Zeug auf meiner Pflaume? Der Pflanzengesundheitslehrer.
DOI: 10.1094/PHI-K-2001-1128-01

Geändert von: Rachel Hughes & Kirstin Bittel

• Protokollblatt
• Steinobst (Pfirsiche, Nektarinen, Pflaumen, Kirschen)
• Kartoffel-Dextrose-Agar-Platten (3 Optionen):

1) vorgefertigte Platten kaufen (keine zusätzlichen Materialien erforderlich)
2) Platten aus gekauftem dehydrierten Kartoffel-Dextrose-Agar-Medium herstellen
3) Teller aus Kartoffeln, Dextrose und Agar herstellen

• Für Optionen (2) und (3) werden Kolben, destilliertes Wasser, Autoklav und Petriplatten benötigt.

• Präpariernadeln
• Skalpelle oder einschneidige Rasierklingen
• 95% Alkohol
• Übereinstimmungen
• Pinzette
• Alkohollampe oder Kerzenflamme zum Sterilisieren von Präpariernadeln und -klingen
• 10% (v/v) kommerzielle Bleichlösung
• steriles destilliertes wasser
• Papierhandtücher
• Plastikbox mit Deckel
• Plastiktüten mit Drehbändern
• Seziermikroskop
• zusammengesetztes Mikroskop
• Objektträger
• Deckgläser
• Tropfflasche destilliertes Wasser

Abstrakt
Anhand von Laborerfahrungen verwenden die Schüler die Postulate von Koch, um die Krankheitsursache bei Steinobst zu bestimmen. Die Schüler erklären sowohl die Ursache von Krankheiten bei Früchten als auch wie die Ursache entdeckt wurde.

Ziele
Die Schüler werden in der Lage sein:

ich. Verwenden Sie die Postulate von Koch, um festzustellen, dass ein bestimmter Organismus die Ursache einer bestimmten Krankheit ist, und identifizieren Sie, was die Postulate von Koch in einem Protokoll sind.
ii. Beschreiben Sie Symptome und Anzeichen von erkrankten Früchten. Pilzpathogen auf einem Nährmedium isolieren.


Nationaler Standard für naturwissenschaftliche Bildung:
Inhalt Standard G
• Wissenschaft als menschliche Aufgabe
• Natur wissenschaftlicher Erkenntnisse


Lehrerhintergrund
Sowohl Pflanzen als auch Tiere können durch Krankheitserreger erkranken. Diese Krankheitserreger können sowohl lebende Organismen (Bakterien, Viren oder Pilze) als auch abiotische Erreger (zB Luftverschmutzung) sein. Robert Koch (1843-1910) entwickelte eine wissenschaftliche Methode, um die Krankheitsverursachung durch eine Mikrobe zu bestätigen. Seine Kriterien werden als Kochs Postulate bezeichnet. Molekulare Methoden sind zwar nach wie vor weit verbreitet, haben aber der Krankheitserkennung eine neue Dimension verliehen. Einige Krankheitserreger, die mit Kochs Postulaten nicht identifiziert werden konnten, können nun durch molekulare Methoden identifiziert werden.

Monilinia fructicola, die Braunfäule von Steinobst (Früchte mit Kernen, z Unterrichtszeit. Eine Diskussion der Postulate von Koch und ihrer Implikationen kann aufgenommen werden. Infizierte Früchte können in Supermärkten oder Bauernmärkten bezogen werden, oder frisch infizierte Früchte können wie oben beschrieben hergestellt werden.

Die Schüler können Sporen der infizierten Früchte verwenden, um gesunde Früchte zu impfen. Sie sollten auch desinfizierte, verwundete Früchte als Kontrollen vorbereiten. Beide Früchte sollten in getrennten Plastiktüten fünf bis sieben Tage bei Raumtemperatur inkubiert werden. Wenn verfügbar, können Kirschen verwendet werden, um zahlreiche Früchte für weniger Kosten bereitzustellen als eine ähnliche Anzahl von Pflaumen oder anderem Steinobst. Achten Sie darauf, gesunde Früchte für das Experiment auszuwählen. Etwas unterreife Früchte sind eher krankheitsfrei.


Verwandte und Ressourcen-Websites

Ruhige Infektionen verursacht durch Monilinia fructicola als kleine Flecken auf Pflaumenfrüchten dargestellt.
(Originalbild gehört Ogawa und English, 1991).

Vorbereitung vor dem Labor

Zubereitung von Kartoffel-Dextrose-Agarplatten

1. Kartoffel-Dextrose-Agarplatten oder dehydratisiertes Kartoffel-Dextrose-Medium können von Carolina Biological Supply Co. (http://www.carolina.com) und Ward’s Natural Science Establishment, Inc. (http://www.wardsci.com) erworben werden. com). Beim Kauf des dehydrierten Mediums sind Anweisungen zur Vorbereitung der Platten enthalten.
2. Kartoffel-Dextrose-Agarplatten können aus Kartoffeln, Dextrose und Agar nach folgenden Anweisungen hergestellt werden:
3. 200 Gramm geschälte und in Scheiben geschnittene Kartoffeln in 1 Liter Wasser kochen, bis die Kartoffeln weich sind. Durch ein Seihtuch abseihen und das Filtrat mit mehr destilliertem Wasser auf 1 Liter einstellen.
4. Fügen Sie 10 bis 20 Gramm Dextrose und 12 bis 17 Gramm Agar hinzu. 15 min bei 121°C autoklavieren.
5. Gießen Sie das autoklavierte Medium in sterile Petrischalen. Ergibt ungefähr 40 Teller.

10 % (v/v) Bleichlösung vorbereiten

Obst mit Braunfäule für den Unterricht vorbereiten

1. Für Lehrer, die keine Kulturen pflegen oder kaufen möchten, ist es einfach, diesen Pilz zu finden, indem sie einfach Steinobst (Pfirsiche, Nektarinen, Pflaumen, Kirschen) kaufen und sie bei Raumtemperatur in einer Plastik- oder Papiertüte aufbewahren. Sie sind oft bereits infiziert und entwickeln sich innerhalb einer Woche, was zu deutlich bräunlichen Sporen auf der Fruchtoberfläche führt. Isolierungen aus diesen Früchten können mit Bakterien und anderen Pilzen kontaminiert sein, so dass ein erfolgreicheres Labor für Studenten durch die Verwendung von Früchten erreicht werden kann, die absichtlich geimpft wurden.

2. Bereiten Sie Früchte etwa 1 Woche vor dem Bedarf zu. Festes, gesundes Steinobst 30 min desinfizieren (oberflächensterilisieren). in 10 % (v/v) Bleichlösung. Mit sterilem, destilliertem Wasser abspülen.

3. Kratzen Sie mit einer sterilen Präpariernadel Sporen aus einer Kultur von Monilinia fructicola oder eine Frucht mit Braunfäule und stechen Sie jede Frucht vier- bis sechsmal ein.

4. Inkubieren Sie bei Raumtemperatur in einer feuchten Kammer (Kunststoffbox mit Papiertüchern, die mit sterilem, destilliertem Wasser befeuchtet sind) mit nicht fest verschlossenem Deckel. Überprüfen Sie täglich auf Pilzentwicklung, die mit der Temperatur im Labor und der Reife/Anfälligkeit der Früchte variiert. Kühlen Sie die Kiste mit infiziertem Steinobst falls nötig, um eine gute Krankheitsentwicklung für den Schülergebrauch zu erhalten (d.h. lassen Sie die Braunfäule die Früchte nicht vollständig zerstören).

5. Obwohl die oben beschriebene Feuchtkammer zunächst keine völlig sterile Umgebung darstellt, da Sie die Plastikbox oder die Papiertücher nicht sterilisieren, bietet sie eine Umgebung, die das Wachstum des Krankheitserregers gegenüber anderen Organismen begünstigt. Eine saubere Plastikbox und frische Papierhandtücher bereiten normalerweise keine Probleme.

6. Infizierte Früchte können bei Zimmertemperatur getrocknet werden, um eine „Mumie” zu bilden. Es wird wahrscheinlich möglich sein, Abschabungen von der Mumie zu verwenden, um die Krankheit wieder zu beginnen, wenn sie für einen anderen Kurs benötigt wird.

Unmittelbar vor diesen Lektionen:

1. Wenn die Schüler den Raum betreten, stellen Sie die folgende Frage an die Tafel, auf die sie antworten können: “Können Pflanzen krank werden? Warum oder warum nicht?”

2. Geben Sie den Schülern ein paar Minuten Zeit, um ihre Gedanken aufzuzeichnen und mit dem Rest der Klasse zu teilen.

3. Lassen Sie die Schüler in ihren Laborgruppen die erkrankten Früchte beobachten, die Sie zuvor zubereitet haben. Bitten Sie sie, die Symptome und Anzeichen der erkrankten Pflaumen (oder anderen Steinobst) zu beschreiben. Lassen Sie sie den vermuteten Erreger makroskopisch und mikroskopisch sorgfältig untersuchen und das Gesehene notieren und zeichnen. Sie werden in späteren Schritten auf diese aufgezeichneten Beobachtungen zurückgreifen wollen.

4. Bitten Sie die Schüler, zu überlegen, wie die erkrankte Pflaume im Vergleich zu einer gesunden Pflaume aussieht. Wächst etwas auf der Pflaume? Sind einige Teile der Pflaume weicher oder fester? Welche Farbe haben das Myzel (haarähnliches, nicht fortpflanzungsfähiges Pilzwachstum) und die Sporen? Was sind mikroskopisch die Merkmale des Myzels? Ist es septiert, d.h. hat es innere Querwände, die die Hyphen in Kompartimente unterteilen? Oder sieht das Myzel nur aus wie lange Röhren ohne innere Querwände? Siehst du Sporen? Welche Form, Farbe und Größe haben sie? Würden Sie diesen Pilz erkennen, wenn Sie ihn noch einmal sehen würden? (Siehe unten.)

5. Fragen Sie die Schüler, wie sie testen würden, um sicherzustellen, dass tatsächlich der Pilz die Krankheit verursacht hat. Welche Variablen und Kontrollen müssen möglicherweise berücksichtigt werden? Lassen Sie die Schüler diese vorläufigen Ideen aufschreiben. Bitten Sie die Schüler dann, in ihren Gruppen darüber zu sprechen, was ihrer Meinung nach wichtige Faktoren zu berücksichtigen sind. Besprechen Sie in der Klasse einige der Ideen, von denen die Schüler glauben, dass sie für das Testen von zentraler Bedeutung sind.

6. Erklären Sie den Schülern, dass Robert Koch (1843-1910) einen wissenschaftlichen Ansatz entwickelt hat, um die Krankheitsverursachung durch eine Mikrobe zu bestätigen. Seine Kriterien werden als Kochs Postulate bezeichnet. [Die Studenten spielten in ihren Ideen zur Beseitigung der Ursache des Pilzes als Wurzel der Krankheit wahrscheinlich auf einige der Postulate von Koch an.]

7. Mit Schülern teilen Kochs Postulate:

I. Der erkrankte Wirt wird auf Anzeichen des ursächlichen Organismus und Symptome der Krankheit beobachtet, wobei gezeigt wird, dass der ursächliche Organismus mit allen erkrankten Individuen assoziiert ist.
II. Der Erreger wird in Reinkultur isoliert und beschrieben.
III. Diese Reinkultur des verdächtigen Erregers wird einem gesunden Wirt beimpft und verursacht nachweislich dieselben Krankheitssymptome und -zeichen wie ursprünglich in Schritt 1 beobachtet.
NS. Derselbe ursächliche Organismus wird aus dem inokulierten erkrankten Wirt erneut in Reinkultur isoliert und es wird gezeigt, dass er mit dem in Schritt 2 beschriebenen Organismus identisch ist.

8. Erklären Sie den Schülern, dass sie Kochs Postulate verwenden werden, um die Ursache der Krankheit im Steinobst zu bestimmen. (Schritt 4 kann entfallen, wenn die Zeit begrenzt ist). Kochs Postulate werden jedoch im Protokoll nicht eindeutig identifiziert. Bei der Ausführung des Protokolls sollten sie feststellen, auf welches der Postulate von Koch sich jeder Schritt bezieht.

1. Um den wahrscheinlichen Erreger auf einem Nährmedium zu isolieren, z.B. Kartoffel-Dextrose-Agar (PDA):

a) Schneiden Sie vier kleine (2 mm x 2 mm) Stücke von infiziertem Fruchtgewebe ab.

b) Desinfizieren Sie kurz durch Eintauchen der vier Gewebestücke für 15, 30, 45 oder 60 Sekunden in 10 % (v/v) Bleichlösung.

Notiz: Dies geschieht, um Oberflächenverunreinigungen zu entfernen, ohne den Erreger tiefer im Gewebe abzutöten. Da nicht genau bekannt ist, wie lange dies dauert, werden mehrere unterschiedliche Zeitpunkte gewählt, um eine erfolgreiche Isolierung des Erregers zu gewährleisten. Sie wollen das Gewebe von eventuell kontaminierenden Organismen desinfizieren, aber den Pilzerreger nicht abtöten.

c) Sterilisieren Sie die Pinzette, indem Sie sie kurz durch eine Flamme führen und abkühlen lassen. Entferne das Gewebe mit einer sterilen Pinzette aus dem Bleichmittel und tupfe es auf einem Papiertuch trocken.

d) Legen Sie jedes Stück auf die Oberfläche des PDA-Agars in der Petrischale. Minimieren Sie die Zeit, in der das Medium in der Platte einer möglichen Kontamination durch Sporen in der Luft ausgesetzt ist.

e) Inkubieren bei Raumtemperatur für fünf bis sieben Tage.

2. Beschreiben Sie den isolierten Erreger in Kultur sowohl makroskopisch als auch mikroskopisch. Notieren Sie diese Beobachtungen in Worten und Zeichnungen. Glauben Sie, dass dies derselbe Organismus ist, den Sie in Schritt 1 an den erkrankten Früchten beobachtet haben?


3. Mit dem isolierten Erreger gesunde Pflaumen wie folgt impfen:

a) Tauchen Sie 2 gesunde Pflaumen etwa zwei Minuten lang in eine 10% (v/v) Bleichlösung. Dadurch werden die Früchte von jeglichen Oberflächenverunreinigungen desinfiziert. Bei der ursprünglichen Pilzisolierung auf PDA wurden kleine Stücke geschnittener Früchte für eine kürzere Zeit in die Bleichlösung gelegt, um den Erreger nicht tiefer im Gewebe abzutöten. Die 2-Minuten-Zeit für ganze Früchte kann genutzt werden, da die intakte Schale der Frucht das innere Fruchtfleisch vor dem Chlor schützt. Herausnehmen und mit Papiertüchern trocknen. Machen Sie einen V-förmigen Schnitt mit einer sterilen Klinge auf der Oberfläche der ersten Pflaume. Mit einem angefeuchteten Papiertuch locker in eine Plastiktüte legen, mit einem Kabelbinder verschließen und beschriften. Dies ist die Kontrollpflaume.

b) Wiederholen Sie mit der zweiten Pflaume mit dieser Änderung: inokulieren Sie die Wunde mit Sporen aus Ihrem Isolat mit einer sterilen Präpariernadel.

c) Inkubieren Sie eine Woche lang und notieren Sie Ihre Beobachtungen aller Symptome und Anzeichen, die sich an jeder Frucht entwickeln.

4. Kochs Postulate verlangen, dass der Krankheitserreger aus der inokulierten Frucht isoliert wird – wie in Schritt 9 (Schritt 1 auf dem Schülerprotokollblatt), um festzustellen, ob es sich um denselben Organismus handelt, der ursprünglich auf der ersten erkrankten Frucht beobachtet wurde.

5. Sobald die Schüler Zeit hatten, die Krankheit auf den gesunden Früchten wachsen zu lassen und die Ursache der Krankheit zu bestätigen, bringen Sie die Klasse zusammen, um die Ergebnisse zu besprechen und herauszufinden, wie ihrer Meinung nach die Postulate von Koch im Protokoll behandelt wurden.

6. Die Schüler möchten möglicherweise Experimente entwerfen, um Faktoren, die die Krankheit beeinflussen, weiter zu untersuchen. Zum Beispiel:

1) Welchen Einfluss hat die Temperatur auf die Infektion und Krankheitsentwicklung?

Inokulierte Früchte können für einen einfachen Vergleich bei Raumtemperatur und im Kühlschrank aufbewahrt werden. Warum kühlen wir die meisten Obst- und Gemüsesorten nach dem Kauf?

2) Wie wirkt sich eine Verwundung auf die Infektion und die Krankheitsentwicklung aus?

Zum einfachen Vergleich können Sporen auf verwundete und nicht verwundete Früchte aufgetragen werden. Was sind potenzielle Wundquellen bei der kommerziellen Obstproduktion, Ernte und dem Versand?

3) Was ist die Wirtsreichweite von Monilinia fructicola?

Die Schüler können gesundes Obst und Gemüse zum Impfen mitbringen, um festzustellen, welche anfällig für Braunfäule sind. Steinobst sind die häufigsten Wirte dieses Pilzes, aber reife Äpfel und Birnen entwickeln manchmal die Krankheit. Welche Arten entwickeln bei Impfung Braunfäule? Monilinia fructicola und welche entwickeln die Krankheit nicht?

Eingebettete Bewertung

  • Sind die Schüler in der Lage, Variablen und Kontrollen zu identifizieren, die sie berücksichtigen sollten, wenn sie versuchen, die Ursache der Krankheit zu identifizieren?
  • Können die Schüler erkennen, welche Schritte im Protokoll mit welchen Postulaten von Koch verbunden sind?
  • Sind die Studierenden in der Lage, den Erreger zu isolieren und wenn nicht, können sie erkennen, was bei ihren Verfahren schief gelaufen sein könnte?

Lassen Sie die Schüler in ihren wissenschaftlichen Notizbüchern eine reflektierende Schlussfolgerung schreiben. Was haben sie gelernt? Welche neuen Fragen haben sie? Wie verbindet sich das Labor mit dem “realen Leben?”

Eingebettetes Assessment

Das Community Outreach and Education Program ist Teil des Southwest Environmental Health Sciences Center: ein NIEHS Award


Sabouraud Dextrose Agar (SDA) Vorbereitung

Sabouraud-Dextrose-Agar ist ein mykologisches Nährmedium, das zur selektiven Kultivierung und Isolierung von Pilzen aus klinischen und nicht-klinischen Proben verwendet wird. Sabouraud-Dextrose-Agar (SDA) ist einzigartig und anders als die meisten bakteriologische Nährmedien (wird zur Kultivierung und Isolierung von Bakterien verwendet), da SDA normalerweise mit antimikrobiellen Wirkstoffen, insbesondere Antibiotika wie z Chloramphenicol – die das Wachstum von Bakterien hemmt. Cyclohexamid ist auch als Ergänzung in SDA während seiner Herstellung enthalten und Cycloheximid hilft, das Wachstum von saprophytischen Pilzen zu hemmen, während nur die in der Probe gesuchten pathogenen Pilze wachsen können. Sabouraud-Dextrose-Agar wird generell für die Kultivierung von Pilzen im mikrobiologischen Labor empfohlen. Ein weiteres mykologisches Medium, das eine ähnliche Funktion wie SDA erfüllt, ist Kartoffel-Dextrose-Agar PDA), die auch anstelle von SDA verwendet werden kann.

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Im Prinzip oder in der Praxis werden Sie sehen: SDA+Chloramphenicol SDA+ Gentamicin SDA+Chloramphenicol+Cyclohexamid SDA+Chloramphenicol+Tetracycline et cetera. Diese unterschiedlichen Namen von SDA zeigen die unterschiedliche Formulierung von SDA und sie geben auch die Arten von antimikrobiellen Mitteln an, die der Forscher während seiner Herstellung als Ergänzung eingearbeitet hat. Abhängig von Ihrer Wahl des zu verwendenden Antibiotikums liegt es also an Ihnen, den Namen Ihres SDA nach der Vorbereitung zu definieren. In diesem Abschnitt wird die Herstellung von Sabouraud-Dextrose-Agar beschrieben.

Das ist wie Sabouraud-Dextrose-Agar sieht aus wie nach Vorbereitung

Bestandteile von Sabouraud-Dextrose-Agar

Die Komponenten von Sabouraud-Dextrose-Agar Basis erforderlich für Zubereitung von Sabouraud-Dextrose-Agar enthalten:

  1. Agar – das ist das Verfestigungsmittel
  2. Verdauung von Sojabohnenmehl
  3. Dextrose / Glukose – das ist die Quelle von Energie und Kohlenstoff
  4. Pepton – das ist die Quelle von Stickstoff und Vitamin
  5. pH-Wert – die normalerweise bei 25 °C (oder 77 °F) auf 7,0 eingestellt wird.

Zusätzliche Anforderungen: Dazu gehören Antibiotika wie:

Sie benötigen diese Materialien, um Ihren Sabouraud-Dextrose-Agar herzustellen:

  • Sabouraud-Dextrose-Agarpulver (normalerweise in 500 g erhältlich),
  • Durchstechflasche mit Chloramphenicol (5 mg),
  • Durchstechflasche mit Cyclohexamid (5 mg),
  • Autoklav, Erlenmeyerkolben, Messzylinder, Becherglas, Rührstab,
  • Bunsenbrenner, Brutschrank, Kühlschrank, Drahtgaze, Spachtel,
  • Waage, Timer, Watte, Alufolie, destilliertes Wasser, Petrischale

SCHRITT FÜR SCHRITT PROTOKOLL ZUR VORBEREITUNG SABOURAUD-DEXTROSE-AGAR


Penicillium-antibiotische Wirkung

In dieser Lektion verwenden die Schüler die Penicillium chrysogenum Pilz, der auf natürliche Weise das Antibiotikum Penicillin produziert, um die historische Bedeutung natürlicher Antibiotika zu veranschaulichen. Die Schüler werden gemeinsam kultivieren P. chrysogenum und drei Bakterienarten, um Unterschiede zwischen Penicillin-resistenten und Penicillin-empfindlichen Bakterien zu beobachten. Sie normalisieren sowohl die Pilz- als auch die Bakterienkonzentration vor der Co-Kultivierung und quantifizieren Bakterien, um die antibiotische Wirkung in Flüssigkulturen und auf festen Medien zu bestimmen. Dabei werden den Studierenden Kenntnisse über Naturstoff-Antibiotika sowie experimentelle Gestaltung und Anwendung vermittelt.

Dieses Experiment ermöglicht es den Schülern, verschiedene Labortechniken zu üben, die für eine Karriere in den biologischen Wissenschaften unerlässlich sind. Sie werden mikrobiologische Organismen kultivieren und quantifizieren, genaue Messtechniken mit verschiedenen Werkzeugen üben, experimentelle Designs konzipieren und Laborerfahrungen mit sich selbst und ihrem Verständnis der Medizin verbinden.

Die Aktivität erfordert eine Woche (fünf Tage) Unterrichtszeit. Die Schüler sollten in Gruppen von zwei bis vier eingeteilt werden. Gruppen werden zusammenarbeiten, um einen vollständigen Datensatz für die Experimente zusammenzustellen.

Abbildung 1. A) Penicillium Rasen auf dem PDA, der den idealen Bereich der geernteten hellgrünen Sporen und die dunkle Sporendichte auf dem Tupfer zeigt. B) Sporensuspension mit idealer Dichte nach Farbe von LB/Sporen in 1,7 ml Mikrozentrifugenröhrchen. C) Reine Pilzkulturen in 50 ml LB, die nach viertägiger Inkubation ideales Wachstum zeigen. D) Bakterienkulturröhrchen mit Pipettenspitze nach Inokulation und idealer Dichte nach 24 h Inkubation.

Abbildung 2. Co-Kultivierung mit vertikalen Streifen, die die Platzierung von Bakterienstreifen senkrecht zum Pilzstreifen auf LB-Agar zeigt. Die Bakterienkulturen zeigen eine unterschiedliche Empfindlichkeit gegenüber dem vom Pilz in den Agar diffundierten Penicillin.

Abbildung 3. Vorrichtung zum Filtern von Co-Kulturen von Bakterien und Pilzen, bestehend aus Kaffeefiltern, konischen Röhrchen, einem Trichter und einem Gestell, das konische Röhrchen aufrecht halten kann. Bakterien fließen leicht durch den Kaffeefilter und den Trichter in das konische Röhrchen. Pilze bleiben im Kaffeefilter gefangen.

Penicillium-Pilz und antibiotische Wirkung.

Die Entdeckung von Penicillin revolutionierte die Medizin in dem Maße, dass Penicillin als der größte Beitrag zur Medizin des 20. Jahrhunderts bezeichnet wird. Vor der Entdeckung von Penicillin und anderen Antibiotika waren bakterielle Infektionen weltweit eine häufige Todesursache. Im Zeitalter vor Antibiotika töteten bakterielle Infektionen mehr Menschen als Herzkrankheiten und Krebs zusammen. Bakterielle Infektionen gelten heute als trivial und werden oft mit einfachen, kostengünstigen Pillen oder Salben behandelt.

Penicillin war das erste echte Antibiotikum, das 1928 von Dr. Alexander Fleming entdeckt wurde. Nach der Rückkehr aus dem Urlaub bemerkte Dr. Fleming einen grünlichen Schimmel, der eine seiner Bakterienplatten kontaminierte. Er beobachtete, dass die Bakterien innerhalb einer Zone um den Schimmel herum absterben und einen klaren Ring hinterlassen. Er isolierte den Schimmel in Reinkultur und stellte fest, dass es sich um den üblichen Grünbrotschimmel handelte. Penicillium. Viele Wissenschaftler hätten dies als ruiniertes Experiment abgetan, aber Dr. Fleming war aufmerksam. Seine Neugier trieb ihn dazu, einen kurzen wissenschaftlichen Artikel über seine Beobachtungen zu schreiben.

Einige Jahre später erregte Flemings Notiz die Aufmerksamkeit von Dr. Howard Florey, Dr. Norman Heatly und Dr. Ernst Chain. Diese Forscher führten Experimente durch, um zu zeigen, dass Penicillin verwendet werden könnte, um bakterielle Infektionen in einem lebenden Organismus (in vivo) zu heilen und sich für die Verwendung bei Mäusen und letztendlich beim Menschen eignet.

Unser Experiment

Um zu verstehen, was die frühen Forscher beobachtet haben könnten, können wir ein Experiment entwerfen, um die antibiotische Wirkung einer Art von . zu testen Penicillium.

Als Klasse werden wir Pilzflaschen in Flüssigkulturen züchten. Wir werden den Pilz auf Penicillin-Antibiotika-Aktivität gegen drei Bakterienarten mit unterschiedlicher Penicillin-Empfindlichkeit testen: Staphylococcus epidermidis, Micrococcus luteus, und Enterobacter aerogenes. Wir werden die Bakterienkonzentration in jedem Kolben messen, nachdem wir über Nacht mit dem Pilz gezüchtet haben.

Wir können die Konzentration von Bakterien mit einer Technik namens . messen Messung der optischen Dichte (OD600). Wir müssen den Pilz aus der Kultur herausfiltern, dann vergleichen wir die Konzentration der reinen Bakterienkulturen mit jeder gefilterten Kokultur.

Experimentelle Ziele:

  • Üben Sie genaue Messtechniken.
  • Verdünnungen berechnen.
  • Beobachten Sie die bakterielle Empfindlichkeit gegenüber Penicillin.
  • Erwägen Sie, Experimente für genaue Ergebnisse zu entwerfen.

Materialien (Rezepte unten)

Als Klasse geteilt

  • P. chrysogenum Kulturplatte, kultiviert 7 Tage auf Kartoffel-Dextrose-Agar (PDA)
  • S. epidermidis LB-Agarplatte, 48 Stunden bei 30-37 °C gezüchtet, kann bei 4 °C für 1 Monat gelagert werden
  • M. luteus LB-Agarplatte, 48 Stunden bei 25-30 °C gezüchtet, kann bei 4 °C für 1 Monat gelagert werden
  • E. aerogenes LB-Agarplatte, 24 h bei 25-37 °C gezüchtet, kann bei 4 °C für 1 Monat gelagert werden
  • Orbitalschüttler
  • 1x Spektralfotometer (oder Kolorimeter bei 590-610nm)
  • 1x sterile 2ml Mikrozentrifugenröhrchen mit 1,8ml LB (Miller)
  • 3x sterile Wattestäbchen-Applikatoren
  • 1x sterile Schachtel p1000 Spitzen
  • 1x sterile Schachtel p200 Spitzen
  • 6x Küvetten
  • 6x sterile 125ml Erlenmeyerkolben mit je 25ml LB (Miller)
  • 1x LB-Agarplatten
  • 3x sterile 5ml Kulturröhrchen
  • 3x steriler 50ml Messzylinder oder Falkenröhrchen
  • 3x sterile 250ml Erlenmeyerkolben mit je 75ml 2xLB (Lennox)
  • 3x sterile 1ul Impfösen oder wiederverwendbare Metallöse
  • 3x unsteriles 50ml Falcon Sammelröhrchen
  • 1x Trichter (stellen Sie sicher, dass der Ausguss in das Auffangröhrchen passt)
  • 7x unsterile Kaffeefilter

(Arbeitskulturen müssen frisch sein)

  • Wenn Sie mit dem Vorrat beginnen: Beginnen Sie zwei Wochen vor der Aktivität mit der Pilzkultur aus dem Vorrat auf Kartoffel-Dextrose-Agar (PDA). Eine Woche bei 25 °C inkubieren.
  • Subkultur-Pilz durch Verteilen von Sporen von primären (aus Vorrats-)Platten auf sekundärem PDA 1 Woche vor der Aktivität und Inkubation bei 25 ° C für eine Woche (Abbildung 1a).
  • Beginnen Sie Bakterienkulturen aus Glycerinbeständen auf LB-Agar nicht mehr als zwei Wochen und nicht weniger als zwei Tage vor dem Co-Kultivierungsexperiment. Inkubieren M. luteus und S. epidermidis bei 30°C für 48h und E. aerogenes bei 30°C 24h. Bakterienkulturplatten können bis zur Aktivität bei 4°C gelagert werden.
  • Serilisieren Sie 25 ml LB-Brühe (Miller) in 125 ml-Kolben (6 pro Gruppe) und 75 ml 2xLB-Brühe (Lennox) in 250 ml-Kolben (3 pro Gruppe).
  • Bereiten Sie 1 2 ml Mikrozentrifugenröhrchen pro Gruppe mit 1,8 ml LB (Miller) Brühe vor

Penicillium (Pilz) Sporensuspensionen

(für Thermo Spectronic 200):

  1. Einstecken und einschalten. Warten Sie, bis „Küvette entfernen und OK drücken…“ angezeigt wird. Prüfen Sie, ob die Spec leer ist und drücken Sie ↵. Wählen Sie OD600 aus den Menüoptionen und drücken Sie ↵, wenn der nächste Bildschirm erscheint
  2. Füllen Sie eine Küvette mit 900 ml LB. Legen Sie es in den Halter in der Spezifikation. Stellen Sie sicher, dass die klaren Fenster der Küvette mit dem Lichtstrahl ausgerichtet sind (bei einer Spec 200 nach links und rechts). Schließen Sie den Deckel und drücken Sie die Taste „0.00“. Bewahren Sie diese Küvette für Schritt 5 auf. (Jede Küvette hat einen leicht unterschiedlichen Einfluss auf die Messung, stellen Sie daher sicher, dass Sie jede Küvette auf diese Weise leeren, bevor Sie sie für den Rest der Experimente verwenden.)
  3. Bei Verwendung eines WPA CO7500 Kolorimeters: Schalten Sie das Instrument ein, setzen Sie die 900-ul-LB-Küvette in der richtigen Ausrichtung (Fenster von vorne nach hinten) in den Halter und drücken Sie zum Leeren auf „Z“.
  1. Beschriften Sie die 2-ml-Zentrifugenröhrchen mit 1,8 ml LB-Brühe mit „SS“ für die Sporensuspension und Ihrer Gruppennummer. (Zum Beispiel „SS1“) Tauchen Sie ein steriles Wattestäbchen in das LB-Röhrchen.
  1. Sammeln Sie mit steriler Technik Sporen aus dem P. chrysogenum Platte, indem Sie das mit LB-Brühe getränkte Wattestäbchen auf die Platte reiben. Sammeln Sie einen Bereich, der ungefähr die Größe Ihres kleinen Fingers hat. Drücken Sie während des Reibens fest, aber nicht so fest, um den Agar zu zerbrechen.

Diese Platten können von mehreren Gruppen geteilt werden. Wählen Sie jedes Mal einen frischen Bereich der Kultur zum Ernten aus.

  1. Geben Sie das Wattestäbchen mit den Sporen zurück in das SS-Röhrchen und drehen Sie es, um die Sporen einzumischen. Fahren Sie etwa 10 Sekunden fort, bis die Suspension trüb, grün und homogen aussieht.
  1. Machen Sie eine Verdünnung von 1/10 in Ihrer Küvette aus Schritt 1:
    1. Auf- und abpipettieren, um die Sporensuspension zu mischen.
    2. Pipettieren Sie 100 ml Ihrer Sporensuspension in dieselbe Küvette wie in Teil 5a. Verschließen Sie und legen Sie das SS-Rohr beiseite.
    3. Auf- und abpipettieren, um die Verdünnung in der Küvette gründlich zu mischen.
    4. Stellen Sie sicher, dass Sie gehen alle die Suspension in der Küvette nach dem Mischen.
    5. Place the cuvette in the instrument and measure the absorbance.
    6. Make sure that the OD600 reading on the spec is above 1.0. If not, you need to add more spores from the plate to the 2mL tube
    1. Measure the spore concentration with the spec and record the result in Table 1 below (Absorbance values have no units like milliliters or grams)
    1. Erinnern the spec reading is 1/10 the Actual OD of the spores in your tube because you made a dilution. Multiply your Spec Readings by 10 to get the Actual OD.

    Table 1: Spore suspension optical density data

    P. chrysogenum sopre suspension

    1. We want to make sure we are working with the same starting concentrations for each of our experimental conditions. To do this we need to “normalize” the concentration of spores we add to each flask to the same amount. To normalize the volume of fungal spores you add to each culture, you will need to calculate the volume of SS we need to add to the culture flasks of LB broth for the ideal culture starting concentration.

    A. For the dilution use the calculation equation C1 x V1=C2 x V2

    (Actual OD in your 5ml tube) x (Volume of SS to add in ml) =

    (0.05 ideal concentration in culture flask) x (25ml LB broth in culture flask)

    C. (Volume of SS to add) = (0.05 x 25ml)/ (Actual OD in your 5mL tube)

    D. Multiply answer by (1000ml /1ml) to convert to ml

    V1 = (0.05 x 25ml)/13.6 = 0.092ml or 92μl

    0.092ml x10=

    1. Inoculate the liquid media flasks
      1. Mix the “SS” tube containing the spore suspension by inverting the tube 3 times.
      2. Loosen the foil on the flask before pipetting the volume from step d into three of the flasks containing 25ml LB.
      3. Use tape to label these flasks with the P. chrysogenum, your group number and initials, and the date.

      (3 of your 6 flasks will be sterile LB that you will use it as a bacteria control in step 16.)

      1. Finally, we will use some of the remaining spores to make a vertical stripe on an LB agar plate.
        1. Label your LB agar plate “P. chrysogenum” with the date, and your initials
        2. Dip a new sterile cotton swab into the “SS” tube.
        3. Make one swipe across the center of the LB agar plate.

        Streak example

        Culturing Bacteria (DAY 3)

        1. Inoculate 5ml LB broth (Miller) broth in a culture tube with each bacterial species.
          1. Label 3 culture tubes containing 5ml LB broth (Miller) each with your group number and the following:

          1. Using sterile technique, attach a sterile 20 – 200ul pipette tip to a p20 or p200 pipette.
          2. Collect

          1. Incubate your tube with the rest of the class by shaking at 180 rpm über Nacht (until class the next day) at 30°C.

          Co-cultivation (DAY 4)

          On the 4 th day of the experiment, the cultures are ready to be co-cultivated. (bacteria added to fungus)


          Potato dextrose broth medium NIKOORAEE

          The Potato dextrose broth culture medium is used for the cultivation and counting of yeasts and molds, many microalgae and bacteria. Dextrose Agar potato is a product of Nikooraee company.

          What is Brass Culture?

          The potato dextrose agar medium is a general culture medium for yeast and mold. It can be supplemented with acid or antibiotics to prevent the growth of bacteria. The counting method is used when testing food, dairy and cosmetics. The USP cites potato dextrose agar as one of the recommended culture media for use in microbial counting experiments when testing unnecessary medicinal products. Dextrose potatoes are also used to stimulate spore formation (slide preparation), maintain cultures of specific dermatophytes, and differentiate atypical dermatophytes with pigment production. A general purpose watery medium for yeasts and molds that does not use agar, which is a solid.

          Ingredients of PDB medium

          Ingredients of Potato dextrose NIKOORAEE based on potato starch, potato extract and dextrose cause significant growth of fungi. Decreasing the pH of the medium to approximately 3.5 with sterile tartaric acid inhibits bacterial growth. However, it is important to avoid warming the medium after acidification as this will hydrolyze the agar and impair its ability to be strong. In general, to reduce material degradation, it is advisable to reduce the number of heat sterilization steps.

          Instructions for preparation of potato dextrose broth medium

          ۱٫ Pour 24 grams of broth medium powder in 1 liter of distilled or purified water. If you want to use this medium by adding solid agar instead of 24 grams, you should use 39 grams per liter.

          ۲٫ While stirring repeatedly, heat it and simmer for 1 minute until the powder is completely dissolved. As a general guideline for the culture medium when your medium is completely dissolved when the solution boils.
          ۳٫ Autoclave at 121 ° C for 15 minutes.
          ۴- To change the reaction of potato dextrose agar medium to pH 3.5, cool the base to 45-50 ° C. Then add a decent amount of 10% sterile tartaric acid to the medium. Gut mischen. Do not reheat the agar-containing medium as the gelatinizing property of the agar may decrease or even disappear.
          ۵- Testing end-product samples for performance using stable and conventional control culture.

          How to fill test tubes with potato dextrose broth

          If you use test tubes or petri or any autoclavable container and similar tubing for cultivating your microorganism, it is best to add the potato dextrose into them before autoclaving, which will save a lot of time. Also, there is no possibility of contamination of the medium and container when transferring the autoclaved medium to the container.
          ۱- Wash and dry the test tubes first.
          ۲٫ Pour the warm potato dextrose NIKOORAEE medium (if it is broth , you can use it cool) to a third of the tube into the tube.
          Close the pipe door using cotton or aluminum. If you are using aluminum, let the lid loose to allow heat and steam pressure into the tube when autoclaving.
          ۴- This stage is the autoclaving stage of the culture medium. The tubes should be positioned in an autoclave tank properly so that they do not overturn. You can put them into special pipes or even autoclavable containers like Besher the one with openings.
          ۵٫ After the autoclave is finished, place the tubes on a supine position, but beneath them, resting on a slope. However, this step is not required in the liquid-based Potato dextrose culture medium. But for solid media you should allow the medium to cool and solid.

          Beispielsammlung

          For standard food, dairy and cosmetics, there are standard methods that can include disinfection before or without this stage. Note that too wet samples can increase bacterial growth.

          Microorganism cultivation

          Specimens can be placed on the potato dextrose culture medium in different ways. In the case of fragmented samples, you can place them with a forceps. For watery samples you can create small holes in the environment (by any means of sterile sharpening) and pour the liquid into these holes, but you can do this by circulating the liquid over the medium.

          keeping place

          Place containers containing microorganisms on the potato dextrose broth medium at the desired temperature in light or dark conditions. If you are using petri, it is best to put them in a clean plastic and شnd fasten the door to close it to reduce environmental pollution.

          Broth medium in tissue culture

          The potato dextrose NIKOORAEE culture medium of Potito dextrose is based on a suitable medium for tissue culture of many plants. Many tissue culture and laboratory mass production companies are unaware of this environment and the possibility that it can be used as a public environment for many plants to grow. If you use Potito dextrose based media in tissue culture, you should adjust the pH of the plant before autoclaving.

          Liquid media for mass production

          The use of agar in the potato dextrose broth medium can pose many limitations, such as the transfer of material to seedlings and microorganisms in the liquid medium, but is restricted to the agar medium. It is also much easier to move microorganisms and seedlings into a new environment in a liquid environment and to add specific substances to them, but not in a solid environment.

          Use of PDB medium for enzyme production and microorganism production

          Many enzyme-producing plants and microbial products use potato dextrose-based media. The fluidity of this environment makes extraction of microbial products very easy and possible.


          Can i grow bacteria on potato dextrose agar? - Biologie

          Produced by Jim Deacon
          Institute of Cell and Molecular Biology, The University of Edinburgh


          Temperature ranges of microorganisms

          Microorganisms can be grouped into broad (but not very precise) categories, according to their temperature ranges for growth.

          • Psychrophiles (cold-loving) can grow at 0 o C, and some even as low as -10 o C their upper limit is often about 25 o C.
          • Mesophiles grow in the moderate temperature range, from about 20 o C (or lower) to 45 o C.
          • Thermophiles are heat-loving, with an optimum growth temperature of 50 o or more, a maximum of up to 70 o C or more, and a minimum of about 20 o C.
          • Hyperthermophiles have an optimum above 75 o C and thus can grow at the highest temperatures tolerated by any organism. An extreme example is the genus Pyrodictium, found on geothermally heated areas of the seabed. It has a temperature minimum of 82 o , optimum of 105 o and growth maximum of 110 o C.

          It must be stressed that the temperature ranges for the groupings above are only approximate. For example, we would use different criteria to classify prokaryotes and eukaryotes. The upper temperature limit for growth of any thermophilic eukaryotic organism is about 62-65 o C. And the upper limit for any photosynthetic eukaryote is about 57 o - for the red alga Cyanidium caldarium, which grows around hot springs and has a temperature optimum of 45 o C. In contrast to this, some unicellular cyanobacteria can grow at up to 75 o C, and some non-photosynthetic prokaryotes can grow at 100 o C or more.

          Below, we consider two major types of thermophile - the microbes that grow in geothermal sites, and those that grow in "self-heating" materials such as composts. However, some very recent reports suggest that these different types of environment can share some common organisms.

          The study of extreme environments has considerable biotechnological potential. For example, the two thermophilic species Thermus aquaticus und Thermococcus litoralis are used as sources of the enzyme DNA-Polymerase, für die polymerase chain reaction (PCR) in DNA fingerprinting, etc. The enzymes from these organisms are stable at relatively high temperatures, which is necessary for the PCR process which involves cycles of heating to break the hydrogen bonds in DNA and leave single strands that can be copied repeatedly. Another thermophile, Bacillus stearothermophilus (temperature maximum 75 o C) has been grown commercially to obtain the enzymes used in 'biological' washing powders.

          Hot springs and geothermal vents are found in several parts of the world, but the largest single concentration is in Yellowstone National Park, USA. The images below show how some thermophilic prokaryotes (Bakterien und archaea) are specially adapted to grow in these environments. In each case we find a zonation of microorganisms according to their temperature optima. Often these organisms are coloured, due to the presence of photosynthetic pigments (blue-green of Cyanobakterien, red of red algae oder purple bacteria) or carotenoid pigments (yellows and browns of some archaea).

          MT Madigan, JM Martinko & J Parker (1997) Brock Biology of Microorganisms. Eighth edition.. Prentice Hall. (see http://www.prenhall.com/brock/ )

          MT Madigan & BL Marrs (1997) Punishing Environments: Extremophiles. Wissenschaftlicher Amerikaner issue 4 ( http://www.sciam.com/0497issue/0497marrs.html )

          M.W.W. Adams and R.M. Kelly. (1995) Enzymes Isolated from Microorganisms That Grow in Extreme Environments. Nachrichten aus Chemie und Technik 73, 32-42.

          Extremophiles. Special issue of Federation of European Microbiological Societies (FEMS) Microbiology Reviews 18, Nos. 2-3 May 1996.

          K. O.Stetter (1996) Hyperthermophiles in the History of Life. in Evolution of Hydrothermal Ecosystems on Earth (and Mars?). Edited by GR Bock & JA Goode. John Wiley & Sons.

          A compost consists of any readily degradable organic matter that is kept in a heap with sufficient mineral nutrients (e.g. nitrogen) and sufficient aeration to enable rapid microbial growth. The most familiar example is the garden compost heap, but more important examples are the composting plants used to process municipal wastes, and the composts used for commercial mushroom production.

          The typical composting process is illustrated in Abbildung E unter. There is an initial phase of rapid microbial growth (ein) on the most readily available sugars and amino acids. This phase is initiated by mesophilic organisms, which generate heat by their metabolism and raise the temperature to a point where their own activities are suppressed. Then a few thermophilic fungi (e.g. Rhizomucor pusillus, Figure F) and several thermophilic bacteria (e.g. Bacillus stearothermophilus) continue the process, raising the temperature of the material to 70-80 o C within a few days. Dies peak heating phase (B) has a profound effect on the microbial population, because it destroys or inactivates all the mesophilic organisms (and the initial thermophilic fungi such as Rhizomucor pusillus) and leads to a prolonged high-temperature phase that favours other thermophilic species.

          Figure E. Changes in temperature (solid line) and populations of mesophilic fungi (broken line) and thermophilic fungi (dotted line) in a wheat straw compost. Based on data in Chang & Hudson, 1967. The left axis shows fungal populations (logarithm of colony forming units per gram of compost plated onto agar) the right axis shows temperature in the centre of the compost. Stages ein-D are referred to in the text.

          Eventually the temperature declines and mesophilic organisms then recolonise the compost and displace the thermophiles (D in Fig. E). However, some heat-tolerant species such as Aspergillus fumigatus can continue to grow. This fungus can grow at temperatures ranging from 12 o to about 52-55 o . Strictly speaking, it is not a thermophile because its temperature optimum is below 50 o , but it is a very common and important member of the high-temperature compost community.

          All the thermophilic fungi shown below were obtained by plating small particles of garden compost on potato-dextose agar containing antibacterial agents (streptomycin plus chlortetracycline) at 45 o C.

          Figure F. Rhizomucor pusillus. Typical grey coloured colony on a plate of potato-dextrose agar at 45 o C (left-hand image). This fungus produces abundant "fluffy" aerial hyphae and spore-bearing stalks (sporangiophores) which are branched (centre and right images) and have Sporangien at the tips of the branches. The delicate sporangial walls break to release numerous spores, leaving only a central bulbous region (the columella, C) and remains of the sporangial wall (arrowhead in right-hand image).

          With a temperature range of 20-55 o C, this fungus is a typical early coloniser of composts, exploiting simple sugars, amino acids etc. that are present initially in the plant material. It is inactivated during peak-heating, and it does not recolonise afterwards.

          Figure G. Humicola (oder Thermomyces) lanuginosus. Colonies growing on potato-dextrose agar (top left) and malt extract agar (top right) at 45 o C. This fungus produces single spores by a balloon-like swelling process at the tips of short hyphal branches (bottom, left). At maturity (bottom right) the spores have brown, ornamented walls.

          H. lanuginosus grows from 30 to 52-55 o C. It is extremely common in all types of self-heating material and also in birds' nests and sun-heated soils. It colonises composts after peak-heating and persists throughout the high-temperature phase. However, it cannot degrade cellulose and it seems to live as a commensal with cellulose-decomposing species, sharing some of the sugars released from the plant cell walls by their cellulolytic activities.


          Figure H. Thermoascus aurantiacus colony (left) growing on malt-extract agar at 45 o C. The orange-brown colour is caused by the presence of many small (about 1 millimetre) fruiting bodies (ascocarps), which are seen at higher magnification (top right). These ascocarps are closed bodies, termed cleistothecia, containing many asci, each with 8 ascospores. The cleistothecia and the ascus walls break down at maturity to release the ascospores. Four asci containing ascospores are shown in the composite image at bottom right. They were released when a cleistothecium was crushed on a slide, and they show ascospores in various stages of maturity - the brown spores are nearly mature.

          This fungus grows from about 25 to 55 o C and is a vigorous cellulose degrader.

          Figure I. Paecilomyces species growing on malt extract agar at 45 o C (left image). The yellow-buff colour of the colony is caused by the presence of asexual sporing structures on the aerial hyphae. The sporing stages of the genus Paecilomyces (right-hand image) superficially resemble those of Penicillium, because the spores (conidia, c) are formed from flask-shaped cells (phialides, p) borne at the tips of short, brush-like branching structures. But the branching pattern of these "brushes" is less regular than in Penicillium .

          Figure J. Aspergillus fumigatus. This common fungus of composts and mouldy grain has a grey-green colour on agar plates (left image), in contrast to the brighter green colour of several other Aspergillus Spezies. The typical asexual sporing stage of Aspergillus consists of a spore-bearing hypha (conidiophore, centre image) which swells into a vesicle at the tip, and the vesicle bears flask-shaped cells (phialides) that produce the spores (Konidien). In A. fumigatus the vesicle typically is club-shaped, the phialides arise only from the upper part of the vesicle, and the phialides all point upwards. Together with the grey-green colour and temperature range of about 12-52 o C, these features distinguish A. fumigatus from all other Aspergillus Spezies.

          A. fumigatus is an extremely common, interesting and dangerous fungus because of its nutritional opportunism. It is strongly cellulolytic, but it also can grow on hydrocarbons in aviation kerosene, and it can enter the lungs as inhaled spores, causing allergies or growing in the lung cavities, causing aspergillomas (see Airborne Microorganisms ). Its ability to grow readily at 37 o C has made this fungus a significant problem in operating theatres, where it can establish infections of the internal organs via surgical wounds, especially during transplant surgery when the patient's immune system is suppressed.

          Although the thermophilic fungi play a major role in degrading cellulose and other major polymers in composts, the activities of bacteria also are important. Two recent discoveries highlight this point.

          • In 1996 it was reported that composts of many different types (garden and kitchen wastes, sewage sludge, industrial composting systems) contain high numbers of bacteria of the genus Therme which grow on organic substrates at temperatures from 40-80 o C, with optimum growth between 65 and 75 o C. The numbers were as high as 10 7 to 10 10 per gram dry weight of compost. Spore-forming Bazillus species were also found, but they were unable to grow above 70 o C. Thus, it seems that Therme species, previously known only from geothermal sites, have probably adapted to the hot-compost system and play a major role in the peak-heating phase. [T. Beffa et al., 1996. Applied & Environmental Microbiology62, 1723-1727].
          • Also in 1996, a number of autotroph (self-feeding) bacteria were isolated from composts. These non-sporing bacteria grew at 60-80 o C, with optima of 70-75 o C, and closely resembled Hydrogenobacter strains that previously were know only from geothermal sites. They obtain their energy by oxidising sulphur or hydrogen, and synthesise their organic matter from CO2. [T. Beffa et al., 1996. Archives of Microbiology165, 34-40]

          There is much to be learned about the interactions of microorganisms in composting systems. Work in this field is driven largely by commercial needs to produce composts for high mushroom yields (Agaricus species) and for rapid, efficient processing of municipal (domestic) and industrial wastes.

          In contrast to the typical "natural" composting sequence (Figure E), commercial mushroom composts are produced by a truncated, two-phase process, designed to minimise the loss of cellulosic materials that Agaricus can use for growth. Phase I involves peak-heating of straw compost to 70-80 o C for several days. Then the compost is pasteurised at 70 o C and held at about 45 o C for a further few days (Phase II). Finally, the temperature is lowered and the compost is inoculated with Agaricus. Both of the preliminary phases are essential for high mushroom yields. Recent work suggests that the thermophilic fungus Scytalidium thermophilum becomes dominant in phase II and its presence can almost double the mushroom yield [G. Straatsma et al., 1995. Canadian Journal of Botany 73, S1019-1024]. The reason for this is still unknown.

          Other work has shown that Agaricus bisporus (the commercial mushroom) can use either living or heat-killed bacteria as its sole source of nitrogen for growth. Like many other members of the fungal group basidiomycota, this fungus does not thrive on inorganic nitrogen sources such as ammonium or nitrate, but readily utilises organic nitrogen, which it can degrade by releasing protease enzymes. Thus, an initial high bacterial activity in the compost might provide the fungus with its favoured nitrogen source.


          Can i grow bacteria on potato dextrose agar? - Biologie

          Abstrakt

          Antibiotics are the organic secretion produced by micro &ndash organisms, which in low concentrations are antagonistic to the growth of other micro &ndash organisms (mostly pathogens). Antibiotics have proved very useful in combating several bacterial diseases in man an animal. Antibiotics are commonly obtained from actinomycetes and some eubacteria. Some of the important antibiotics are streptomycin, Aureomycin, teramycin, Chloromycetin, erythromycin, neomycin etc.

          Soil is a natural medium that harbors several types of micro &ndash organism .These micro- organisms can be frown on culture media. The effect of different types of antibiotics can be studied on the growth of micro - organism growing in culture medium. This is an important subject, therefore the study of effect of antibiotics on micro - organism has been taken for the present project.

          Objective of Project

          The aim of this project is to study the effect of antibiotics on micro &ndash organisms.

          Experiment

          To study the effect of antibiotics on micro-organisms

          Anforderungen

          Potato ,agar, dextrose , distilled water , four different types of antibiotics (such as penicillin , streptomycin , aureomycin , teramycin ) , syringe , oven sterilized petridish , flasks , beakers , pipettes , garden soil , glass marker pen , etc

          Verfahren

          A. Preparation of culture Medium

          1. Potato Dextrose Agar (PDA) Medium.

          Take 200 g of peeled potato chips. Boil them with 500 ml of water in a beaker for 15 minutes.

          Squeeze the potato pulp thus obtained through a muslin cloth and keep it in a flask.

          Take 20 g of agar in a beaker and warm it with 500 ml of water .

          Mix both the solution of potato and agar and add 20 g dextrose to it.

          Thus one litre of PDA medium is prepared.

          Autoclave the medium at 15 pounds pressure for 15 minutes.

          B. Effects of antibiotics on soil micro0 organisms

          i) Take 2 g of soil and dissolve it in 10 ml of water in a beaker. Let the soil particle settle down.

          ii) Take 5 oven sterilized petridishes and pour 1 ml of soil suspension in each of the plates. Now pour 1ml of the four antibiotics separately in four petridishes with the help of syringe, and mark them with marker pen. Leave the fifth petridish without antibiotic to serve as control.

          iii) Pour PDA in each of the petridishes and mix the suspension by rotating the petridishes. Leave the petridishes undisturbed at a warm place

          Überwachung

          The effect of different antibiotics on the micro &ndash organisms can be assessed by counting the number and size of the colonies growing in the petridishes.

          SCHLUSSFOLGERUNGEN

          Pencillin and Terramycin was most effective antibiotic against microorganism in soil.


          Sabouraud agar

          Sabouraud agar oder Sabouraud dextrose agar (SDA) is a type of agar growth medium containing peptones. [1] It is used to cultivate dermatophytes and other types of fungi, and can also grow filamentous bacteria such as Nokardie. [2] [3] [4] It has utility for research and clinical care.

          It was created by, and is named after, Raymond Sabouraud in 1892. In 1977 the formulation was adjusted by Chester W. Emmons when the pH level was brought closer to the neutral range and the dextrose concentration lowered to support the growth of other microorganisms. The acidic pH (5.6) of traditional Sabouraud agar inhibits bacterial growth. [5]

          Sabouraud agar is commercially available and typically contains: [6]

          Clinical laboratories can use this growth medium to diagnose and further speciate fungal infections, allowing medical professionals to provide appropriate treatment with antifungal medications. Histoplasma and other fungal causes of atypical pneumonia can be grown on this medium.

          1. ^"Omnipresence of Microorganisms in the Environment". Archived from the original on 2008-10-06 . Retrieved 2008-10-24 .
          2. ^
          3. Sandven P Lassen J (November 1999). "Importance of selective media for recovery of yeasts from clinical specimens". Zeitschrift für Klinische Mikrobiologie. 37 (11): 3731–2. PMC85742 . PMID10523586.
          4. ^
          5. Guinea J Peláez T Alcalá L Bouza E (December 2005). "Evaluation of Czapeck agar and Sabouraud dextrose agar for the culture of airborne Aspergillus conidia". Diagnostische Mikrobiologie und Infektionskrankheiten. 53 (4): 333–4. doi:10.1016/j.diagmicrobio.2005.07.002. PMID16263232.
          6. ^About Modified Sabouraud Agar
          7. ^
          8. Hare, Janelle M. (9 December 2012). "15. Sabouraud agar for fungal growth". In Gupta, Vijai Kumar Tuohy, Maria G. Ayyachamy, Manimaran Turner, Kevin M. O’Donovan, Anthonia (eds.). Laboratory Protocols in Fungal Biology: Current Methods in Fungal Biology. Springer. P. 212. ISBN978-1-4614-2355-3 .
          9. ^University of Sydney, Rezepte.

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